Veterinerlikte Kök Hücreler- Mevcut Durum Ve Tedavi Seçenekleri


Metka Voga, Neza Adamic, Modest Vengust ve Gregor Majdic

Faculty of Veterinary Medicine, University of Ljubljana, Ljubljana, Slovenia, University of Ljubljana, Ljubljana, Slovenia

 


Düzenleyen: Fausto Cremonesi, Milano Üniversitesi, İtalya

İnceleyen: Lauren Virginia Schnabel, Kuzey Karolina Eyalet Üniversitesi, Amerika Birleşik Devletleri Fidel Ovidio Castro, Concepcion Üniversitesi, Şili

Yazışma: Gregor Majdic [email protected]

Uzmanlık Bölümü: Bu makale Frontiers in Veterinary Science dergisinin bir bölümü olan

Veteriner Rejeneratif Tıp'a gönderilmiştir.

Yayınlanma: 29 Mayıs 2020

Alıntı: Voga M, Adamic N, Vengust M ve Majdic G (2020) Veteriner Hekimlikte Kök Hücreler—Mevcut Durum ve Tedavi Seçenekleri. Ön. Veteriner. Bilim 7:278.

doi: 10.3389/fvets.20200.00278

Çeviri: Ceren Bayrak


Rejeneratif tıp büyüme, onarma ve hasarlı veya hastalıklı hücreleri, organları veya dokuları değiştirmek için yöntemler geliştiren bir tıp dalıdır. Rejeneratif tıp son yıllarda önemli ivme kazanmıştır. Kök hücreler, kendini yenileme ve özel işlevlere sahip doku hücrelerine farklılaşma özellikleri ile farklılaşmamış hücrelerdir. Bu nedenle eskiden kök hücre tedavileri vücudun akut veya kronik hasardan sonra canlının hasarlı dokuları ve metabolik süreçleri yeniden oluşturamamasının üstesinden gelmek için kullanılırdı. Kök hücre tedavisi kavramı ilk olarak 1991 yılında hücrelerin istenen dokuya kitlesel farklılaşmasının kök hücrelerin in vitro koşullarında izolasyonu, kültivasyonu ve genişletilmesiyle sağlanabileceğini öne süren Caplan tarafından tanıtıldı. Farklı kök hücre türleri arasında mezenkimal kök hücre (MSC), basit izolasyon ve kültürleme teknikleri ve kullanımlarıyla ilgili etik sorunların olmaması nedeniyle günümüzde tedavi amaçlı en uygun tedavi şekli gibi görünmektedir. Olağanüstü immünomodülatör özellikleri nedeniyle, MSC'ler veterinerlikte giderek daha fazla tanınmaktadır. Gelişmeler öncelikle farklı hayvan türlerinde, çeşitli tıbbi problemlerde mevcut tedavi seçeneklerinin sınırlamalarından kaynaklanmaktadır. MSC'ler, ortopedik, orodental ve sindirim sistemi hastalıkları, karaciğer, böbrek, kalp, solunum, nöromüsküler, dermal, koku alma ve üreme sistemi hastalıkları gibi birçok hayvan hastalığı için olası bir terapötik seçeneği sağlamaktadır. Her ne kadar MSC davranışını ve etki mekanizmalarını giderek daha iyi kavrıyor olsak da bunların terapi için kullanılmasına ilişkin bazı sorunlar henüz çözülmemiştir. Bu ön yazının amacı, ilk olarak veterinerlikte kök hücre temelli tedavilerdeki mevcut bilgileri özetlemek ve temel sorunları vurgulamaktır. İkinci olarak da kök hücrelerin veteriner hastalarda klinik kullanımının sonuçlarını sunmaktır.


KÖK HÜCRE TÜRLERİ

Tanım olarak kök hücreler, kendini yenileyebilen ve farklı özelleşmiş hücrelere dönüşebilen farklılaşmamış hücrelerdir (1). Kaynaklarına göre (a) embriyonik (ESC), (b) yetişkin ve (c) indüklenmiş pluripotent kök hücreler (IPSC) olarak sınıflandırılırlar (2,3). Gelişim ve farklılaşma evrelerine göre totipotent, pluripotent veya multipotent hücreler olarak sınıflandırılırlar (4).

Totipotent kök hücreler, gastrulasyon başlamadan önceki morula aşamasında sadece ilk embriyoda bulunur. Tüm embriyonik ve ekstra embriyonik dokulara dönüşme yeteneğine sahiptirler. Erken embriyonik gelişim sırasında hücrelerin sonraki bölünmeleri, iç hücre kütlesinde pluripotent ESC bulunan blastosistin ortaya çıkmasına neden olur. ESC, ekstra embriyonik dokular ve germ hücreleri dışında vücuttaki tüm doku hücrelerini üretebilmektedir (2,5). Daha fazla hücre gelişimi ile pluripotent ESC, pluripotenslerini yavaş yavaş kaybeder ve multipotent hale gelir. Multipotent aşama, hücrelerin, genellikle germ tabakası kökenlerine bağlı olarak, sınırlı spesifik hücre tiplerine farklılaşma yeteneği ilekarakterize edilir (6).

İnsan ESC'sinin ilk izolasyonu 1998'de rapor edilmiştir (7). Bu, embriyonik gelişim ve hücre farklılaşma süreçleri sırasında gen ekspresyonu ve işlevi hakkında çok sayıda çalışmayı ve ayrıca doku rejenerasyon terapilerinde faydalı olabilecek yeni ilaçlar için gen hedeflerini belirleme girişimlerini tetiklemiştir. Fakat insan ESC'sinin geniş spektrumlu terapötik özellikleri, etik, ahlaki ve kültürel sorunlar yaratmıştır çünkü bunların toplanması insan embriyolarının yok edilmesiyle oluşturulmaktadır. Bu nedenle, kök hücre temelli tedavilere yönelik araştırmalara devam etmek için diğer kök hücre kaynaklarının araştırılması gerekiyordu. Bir alternatif, 2006 yılında yetişkin fare fibroblastlarını dört spesifik geninretroviral transdüksiyonu ile pluripotent kök hücrelere yeniden programlayan Takahashi ve Yamanaka tarafından geliştirildi: OCT4, c-Myc, SOX2 ve KLF4. Bu hücreler IPSC olarak adlandırıldı ve morfolojileri, büyüme özellikleri ve ESC genlerinin ekspresyonu açısından ESC'ye benzemektedirler. IPSC'nin keşfi, kök hücre tedavisinde kayda değer bir ilerleme olmasına rağmen, retroviral transdüksiyonlar, IPSC'nin rejeneratif tıp için güvenliği hakkında soruları gündeme getirerek tümörijenez riskini artıran kromozomal değişiklikler yaratabilmektedir (3).

ESC'lere bir başka alternatif, yetişkin organizmada bulunan kök hücrelerde bulunur. Kemik iliği ve göbek kordon kanı, hematopoietik kök hücreler (HSC'ler) ve hematopoietik olmayan veya bir çok başka dokuda bulunan mezenkimal kök hücreler (MSC) içerir. Bu hücreler multipotenttir çünkü belirli vücut hücre tiplerine farklılaşabilirler. HSC'ler bağışıklık sisteminin farklı hücrelerine, eritrositlere ve trombositlere farklılaşırken MSC'ler kemik, kıkırdak, bağ, tendon, yağ, deri, kas ve bağ dokusu hücrelerine farklılaşabilir. MSC'ler ölü, yaralı veya hastalıklı doku hücrelerinin değiştirilmesi gerektiğinde endojen olarak aktive edilir (8). Yetişkin multipotent hücrelerden/MSC'den ilk bahsinin geçişi fibroblast benzeri morfolojiye sahip osteojenik hücre popülasyonunun kemik iliğinden izole edildiği 1968 yılına dayanmaktadır (9). İlk çalışmalar, multipotent kök hücrelerin osteoblastlara, kondroblastlara ve adipositlere farklılaşabildiğini göstermiştir (10). Bu, MSC'lerin terapötik potansiyellerini doku hücrelerine farklılaşma yoluyla gösterdiği inancına yol açmıştır (11,12). Fakat çok sayıda çalışmadan sonra bugümüzde MSC rejeneratif özelliklerinin birincil mekanizmasının immünomodülatör ve doku onarım mekanizmalarından kaynaklandığına inanılıyor. MSC'ninçeşitli dokularda perivasküler lokalizasyonunun, bu hücrelerin lokal veya uzak doku hasarını tespit etmelerini ve bu bölgeye yönlenmeleri ayrıca iyileşme sürecine katılımı ile buna yanıt vermelerini sağlamada önemli bir rol oynadığı varsayılmaktadır (13). Buna dayanarak Caplan, “mezenkimal kök hücreler” (Mesenchymal Stem Cells) teriminin “tedavi edici hücre sinyali” (Medicinal Signaling Cell) olarak değiştirilmesi gerektiğini öne sürdü (14).

Diğer kök hücre türleriyle karşılaştırıldığında, MSC'ler, hasatları için gereken basit prosedürler, izolasyon, hasat sırasında yüksek hücre verimi ayrıca kullanım sırasında etik kısıtlama olmaması nedeniyle kök hücre tedavisi için en umut verici kök hücre türü olarak kabul edilmektedir. Yetişkin kök hücre araştırmaları alanındaki karışıklığı önlemek için, Uluslararası Hücresel Tedavi Derneği'nin (ISCT) Mezenkimal ve Doku Kök Hücre Komitesi, hem laboratuvar temelli bilimsel araştırmalar hem de klinik öncesi araştırmalar için insan MSC'sini tanımlamak için bir dizi standart önerdiler(15). Bunlar özünde: 1) MSC, doku kültürü şişeleri kullanılarak standart kültür koşullarında muhafaza edildiğinde plastiğe yapışık olmalıdır. 2) MSC popülasyonunun %95'i CD105, CD73 ve CD90 ifade etmeli ve CD45, CD34, CD14 veya CD11b, CD79a veya CD19 ve HLA sınıf II ifadesinden yoksun olmalıdır. 3) MSC'ler, standart in vitro ortamda farklılaşma koşulları altında osteoblastlara, adipositlere ve kondroblastlara farklılaşabilmelidir.


MSC KAYNAKLARI 


MSC’nin Doku Kökeni

Bugüne kadar, MSC'ler çeşitli dokulardan başarılı bir şekilde izole edildi ayrıca doku iyileşmesini amaçlayan optimal kök hücre tedavisi yaklaşımı seçilirken göz önünde bulundurulması gereken kaynağa göre farklı özelliklere sahip oldukları biliniyor. En sık görülen veteriner hastaları olan köpekler, atlar ve kedilerde, MSC'ler kemik iliği (16-23), yağ dokusu (16, 17, 19–21, 23, 24), sinovyum (16), sinovyal sıvı (17, 21, 25, 26), sinovyal membran (26), infrapatellar yağ yastığı (16), göbek kordonu (27-29), göbek kordonu kanı (19,30,31), Wharton jeli (19,31) kas ve periosttan (20,32), diş eti ve periodontal bağ (33), periferik kan (34-37), endometrium (38) ve plasentadan (31) izole edilmiştir. Ek olarak farelerde MSC'ler beyin, dalak, karaciğer, böbrek, akciğer, kas, timus ve pankreastan (39) da izole edildi. Şu anda, kök hücre tedavileri için en yaygın kullanılan MSC kaynakları, diğer dokulardan daha fazla sayıda MSC sundukları için kemik iliği ve yağ dokusudur. İkisi arasında, yağ dokusu, hücre elde etme için gereken minimal invaziv prosedür nedeniyle özellikle tercih edilen bir MSC kaynağıdır. Kemik iliği ve yağ dokusundan izole edilen MSC'ler benzer yüzey immünofenotipleme ve trilineage farklılaşmasına (16, 17, 40) sebep olsa da çoğalma ve farklılaşma kapasitesi, salgı profilleri açısından önemli farklılıklar vardır. Bazı çalışmalarda, köpek adipoz dokusundan türetilen MSC'nin (ADMSC) daha yüksek proliferatif potansiyele (17, 19, 40, 41) sahip olduğu gösterilirken, kemik iliğinden türetilen MSC'nin (BMMSC), çözünür (solübl) faktörler ve eksozomların daha yüksek salgı üretimi oluşturduğu kanıtlanmıştır (19, 41). Köpek ADMSC'lerinin BMMSC'lere kıyasla üstün kondrojenik (17) ve osteojenik potansiyeli (19) olduğu rapor edilirken, atlarda kondrojenik ve osteojenik potansiyelin BMMSC'de daha yüksek olduğu görülmektedir (42, 43). At BMMSC'leri ayrıca ADMSC'lerden daha yüksek bir yerdeğiştirim kapasitesine (21) sahip olduğu görünmektedir. Bazı araştırmalar bunların atlarda ADMSC'den (21) daha hızlı genişlediğini ve köpeklerde ADMSC ve BMSC'den (16, 17) daha büyük bir kondrojenik potansiyele sahip olduğunu gösterdiğinden, yüksek kondrojenik potansiyele sahip başka bir potansiyel kök hücre kaynağı sinovyum türevli MSC'ler olabilir. Bir MSC kaynağı olarak yağ dokusunu seçerken, anatomik hasat bölgesi de önemlidir. Guercio (44), subkutan ADMSC'lerin viseral yağ depolarından elde edilen ADMSC'lerden daha iyi proliferasyon potansiyeli olduğunu bildirdi ve Yaneselli (45), subkutan ADMSC'lerin hücre kültüründe daha uzun süre çok potansiyelli kaldığını ve daha yüksek osteojenik potansiyele sahip olduğunu belgeledi. Ayrıca Bahamondes (46) de visseral yağ dokusunun subkutan yağ dokusuna kıyasla daha fazla sayıda MSC ürettiğini raporladı.

Kök hücre özelliklerindeki farklılıklar kök hücre tedavisinin başarısında farklılıklara yol açabileceğinden, gelecekte daha yakından araştırılması gerekecektir. Şu anda MSC'nin tercihli doku kaynağını genel olarak öne sürecek hiçbir kanıt yoktur. En azından kısmen farklı çalışmalarda bağışçıların türlerindeki, bağışçıların yaşlarındaki ve bağışçıların sağlık koşullarındaki değişkenlikten kaynaklanmaktadır. Ayrıca, hayvan MSC'sinin izolasyonu, kültürü ve karakterizasyonu için standartın olmaması çalışmalar arasındaki sonuçların karşılaştırmasını önemli ölçüde engellemektedir. Doku kaynaklarının çeşitliliği MSC'yi tanımlamak için kriterlerin belirlenmesinde sorunlara neden olmaktadır. Bugüne kadar, insanlarda kriterler gibi hayvanlarda MSC'nin tanımlanması için minimum belirlenmiş kriterler yoktur (15). Tüm hayvan MSC'leri plastik yapışma ve farklılaşma potansiyeli gösterse de hepsi insan MSC'si için tarif edilen aynı yüzey antijenleri panelini yansıtmaz. Çoğu insan olmayan MSC, CD29 ve CD44'ü gösterir. Bununla birlikte, CD73, CD90 ve CD105'in ifadesi, türe ve ırka bağlı olarak değişir (47).


Otolog ve Allojenik Msc

Donör-alıcı ilişkisine göre kök hücreler otolog, allojenik veya ksenojenik kök hücreler olarak sınıflandırılabilir. Otolog kök hücreler aynı kişiden toplanır ve aynı kişiye uygulanır, allojenik kök hücreler bir donörden toplanır ve aynı türün bir alıcısında kullanılırken, ksenojenik kök hücreler türler arasında nakledilenlerdir (48). Belirli kök hücre tedavisi için enuygun hücre tipini seçerken, otolog ve allojenik kaynaklar arasında seçim yapmak zor olabilir. Ayrıca birinin diğerine göre avantajları ve dezavantajları göz önünde bulundurulmalıdır. Otolog kök hücrelerin izolasyonu ve genişletilmesi zaman alıcıdır ve maliyetli prosedürdür. Ayrıca, otolog MSC'nin gücü, hastanın yaşından (44, 49- 53) ve mevcut hastalığından (54) etkilenebilir. Bu nedenle genç ve sağlıklı donörlerden elde edilen allojenik kök hücre ürünlerine duyulan ihtiyaç artmaktadır.

Allojenik kök hücre tedavisi ile ilgili temel endişe, allojenik MSC'ler üzerindeki MHC I yüzey moleküllerinin alıcı CD8+T hücreleri tarafından tanınması ve yabancı hücrelerin doğrudan sitotoksisitesine yol açma olasılığıdır. Ek olarak, MHC II molekülleri alıcı CD4+ T hücreleri tarafından tanınabilir ve bu da sitotoksik veya hümoral immün yanıta yol açar. MHC molekülleri ayrıca antijen sunan hücreler tarafından dolaylı tanımaya tabi tutulabilir ve bu da B hücrelerinde (55) alloantikor üretimine yol açar. Allojenik MSC'nin güvenliği ile ilgili umut verici sonuçlara rağmen, in vitro (56, 57) ve in vivo olarak sadece kemirgenlerde (58, 59) değil, aynı zamanda atlarda (60- 62) ve köpeklerde (63) de yürütülen birkaç çalışma, allojenik MSC tarafından tetiklenen immünojenik tepkiler göstermiştir. Bu durum onların varsayılan immün ayrıcalıklı özellikleri hakkında bazı endişeleri arttırmıştır. Joswig (60), Bertoni (64) ve Cabon (63), allojenik hücrelerin uygulamasını tekrarlandığında lokal yan etkiler belgelediler ve ters reaksiyonların büyük olasılıkla alıcının yeniden maruz kaldıktan sonra hücreleri immün tanımasından kaynaklandığını öne sürdüler. Fakat osteoartrit tedavisi için allojenikhücrelerin tekli ve tekrarlı uygulamalarının etkileri atlarda karşılaştırıldığında, sonucunda klinik olarak anlamlı farklılıklar gözlenmedi (65).

MSC'nin immünojenisitesiyle ilgili çelişkili klinik sonuçlar doğrultusunda durumlarına, doku kökenine, ırklarına, bireysel donöre ve kültür koşullarına bağlı olarak MHC ekspresyonu açısından da çelişkili sonuçlar bildirilmiştir. Örneğin Menard (66), ADMSC'lerin bağışıklık hücrelerini modüle etme kapasitesinin arttığını ve fenotipik ve transkriptomik profillerinin BMMSC'ye kıyasla daha düşük immünojenisite ile tutarlı olduğunu göstermiştir.

Allojenik MSC kullanımını teşvik eden çalışmaların birçok olumlu sonucuna rağmen, birkaç çalışma MSC'nin immünosupresif özelliklerinin immünojenisitelerini dışlamadığını doğrulamıştır. Bu nedenle, MSC'de MHC ekspresyonunu düzenlemek için potansiyel mekanizmaları belirlemek ve MSC immünojenisitesi konusunda bir anlaşmaya varmak için daha fazla araştırmaya ihtiyaç vardır. Bu nedenle otolog kök hücreler, çağdaş veterinerlikte en yaygın kullanılan kök hücre kaynağı olmaya devam etmektedir.


MSC'NİN TERAPÖTİK POTANSİYELLERİ

Kök hücrelerin başlangıçta hasarlı veya hastalıklı dokuları farklılaştıracak ve değiştirecek hücrelerin kaynağı olduğu düşünülmesine rağmen MSC'nin terapötik özelliklerinin temelde bağışıklık sistemi hücreleri ile etkileşim içinde çalışan immünomodülatör işlevleri aracılığıyla elde edildiği ortaya çıkmıştır. MSC'nin kompleks immünomodülasyon aktivitesi, parakrin etkilerini, hücre dışı veziküllerin (ECV) salgılanmasını, apoptoz bağımlı immünomodülasyonu, membran veziküllerinin ve organellerinin mitokondriyal transferini içermektedir.


Parakrin Etkileri

Giderek artmakta olan kanıtlar MSC'nin birincil etki mekanizmasının, monositler/makrofajlar (67), dendritik hücreler (68), T-hücreleri (69), B-hücreleri (70) ve doğal katil hücreler (71) gibi bağışıklık hücrelerinde fonksiyonel değişikliklerle sonuçlanan parakrin sinyallerine dayandığını göstermektedir. MSC'nin immünomodülatör etkilerine katkıda bulunan çeşitli faktörlerin olduğu bildirilmiştir. Bunlar arasında transforme edici büyüme faktörü -beta (TGF-β), indolamin-2,3-dioksijenaz (IDO), prostaglandin E2 (PGE2), interlökin 10 (IL-10) ve tümör nekroz faktörü (TNF) ile uyarılan gen-6 (TSG-6) gibi köklü etkileyiciler bulunur.

TGF-β, hücrelerin proliferasyonu ve farklılaşması, embriyonik gelişim, yara iyileşmesi ve anjiyojenez gibi birçok biyolojik süreçte yer alır (72). MSC'nin (73, 74) yerdeğişimini, yuvalanmasını (homing), çoğalmasını ve farklılaşmasını etkiler. TGF-β'nin makrofajların inflamatuar (M1) durumundan antiinflamatuar/düzenleyici (M2) durumuna bir geçişe sebep olması ve dolayısıyla düzenleyici T hücrelerinin (Treg'ler) uyarılmasına önemli ölçüde katıldığı gösterilmiştir (75- 79). Metabolik bir enzim olan IDO, MSC tarafından inflamatuar bir ortamda salgılanan diğer bir çözünür (solübl) faktördür (70). IDO, T- ve B-hücre döngüsünün durmasına (80), T-hücre çoğalımının engellenmesine ve Treg oluşumunun (81) başlamasına sebep olma, B-hücrelerinin engellenmesine (80) ve NK hücrelerine (82) yol açan reaksiyonları harekete geçirir, M2 makrofajlarının (83) müdahale etmeden farklılaşması ile de ilişkilidir. Ana prostaglandin olan PGE2, kemokin üretimini modüle eder, proinflamatuar hücrelerin çekimini engeller ve düzenleyici hücrelerin farklılaşmasını arttırır (84). NK hücre inhibisyonunda (82) çok önemli bir medyatördür (aracıdır) ve M2 fenotipine (85) doğru makrofaj polarizasyonunda rolü vardır. Ayrıca, son zamanlarda MSC tarafından apoptotik hücrelerin temizlenmesinde de rolü olduğu ortaya çıkmıştır (86). IL-10, makrofaj ve dendritik hücrelerin Th1 ve Th2 yanıtını ve yardımcı fonksiyonlarını sınırlayan, T hücre genişlemesini engelleyen (87) ve Treg üretimini sürdüren (88) bir antiinflamatuar sitokindir. MSC'lerin IL- 10 salgılaması, inflamatuar bir ortam ve T hücreleri (68, 89) ile temas tarafından uyarılır. TSG-6, anti-inflamatuar ve koruyucu (90) özelliklere sahip inflamasyonla ilişkili bir proteindir. MSC, morfolojilerini, ECV'nin boyutunu, çoğalma hızını, farklılaşma potansiyelini, hayatta kalma ve koloni oluşturan birim kapasitesini etkileyen ve bu nedenle MSC köklüğünün korunmasında çok önemli olan TSG-6'yı yapısal olarak ifade eder (91). Birçok hastalığın deneysel modellerinde TSG-6'nın M1'den M2 fenotipine geçişi başlattığı ve Treg sayısını artırarak inflamatuar durumların semptomlarını hafiflettiği gösterilmiştir (92- 95).

Bu nedenle MSC'ler, canlının bağışıklık tepkisi üzerindeki parakrin etkiler yoluyla belirli bir hastalığın seyrini ve sonuçlarını değiştirebilir.


Hücre Dışı Veziküllerin Salgılanması (ECV)

MSC'lerin parakrin etkisi, MSC'lerin hücre dışı veziküller (ECV) yoluyla çeşitli molekülleri transfer etme kabiliyetine sahip olduğundan yalnızca çözünür (solübl) faktörlerin salgılanması ile sınırlı değildir. ECV'ler, plazma zarından dışa veya içe doğru tomurcuklanan (budding) veziküllerdir (96). Zar tarafından korunan miRNA, mRNA, proteinler ve mitokondri taşıyıcılarıdır. Bu durum ECV'lerin vücut içinde uzun mesafeler hareket etmesini sağlar (97, 98). ECV, endositotik kökenli 30-150 nm büyük plazma membran kaplı veziküller olan eksozomları, endositotik kökenli olmayan 100-1000 nm büyük veziküller olan mikrovezikülleri ve apoptotik hücrelerin membran kabarması sırasında salınan 50 nm-5μm büyük veziküller olan apoptotik cisimleri içerir (99).

MSC'lerin eksozomlar ve benzer boyuttaki en az üç başka ECV türü salgıladığı gösterilmiştir (100).

ECV'lerin etki mekanizmaları ile ilgili olarak, MSC'nin kendileri tarafından sergilenenlere benzer görünüyorlar. Hyvarinen (101) tarafından yapılan çalışma, ECV'lerin, PGE2 aktivasyonu yoluyla M2 makrofajlarını MSC ile aynı şekilde geliştirdiğini göstermiştir. Ayrıca, yakın tarihli bir çalışmanın sonuçları, ECV'lerin, TGF-β ve adenosin sinyallemesi (102) yoluyla T hücrelerini baskıladığını göstermektedir. Treg'leri artırmadaki birincil rol, farelerde başlatılmış kolit tedavisi için kullanılan köpek ADMSC'den türetilen ECV'lerden TSG-6'ya atfedilmiştir (92). ECV'lerin ayrıca bir fare sepsis modelini (103) tedavi etmek için kullanıldığında IL-10 üretimini yukarı regüle ettiği de gösterildi. Domuz, fare ve sıçan hayvan modellerinde, MSC'den türetilen ECV'lerin solunum (104), böbrek (105) ve karaciğerhastalıklarında (106) ve ayrıca osteoartrit (107), omurilik yaralanması (108), serebral iskemi (109) ve miyokard enfarktüsünün (110) tedavisinde faydalı olduğu belirtildi. ECV'ler ayrıca köpeklerde ve atlarda da kullanılmıştır. Kornicka-Garbowska (111), ADMSC'den türetilen mikroveziküllerle tedaviden sonra bir aygırda hasarlı tendonun anjiyogenezinde ve elastikiyetinde iyileşme olduğunu belirtilmiştir. Köpeklerde, ECV'lerin, kaynak hücrelerinden daha iyi etkilerle vaskülarizasyonu, kollajen sentezini ve kutanöz yara iyileşmesini desteklediği raporlanmıştır (102).

ECV'ler, MSC'nin intravenöz (IV) uygulanması üzerine immün yanıt ve pulmoner emboli gibi olası MSC yan etkilerinden kaçınılmasıyla, hücresiz bir şekilde MSC etkilerinden yararlanma potansiyelini temsil etmektedir (97, 98). Yine de hücreden hücreye temasın bazı MSC immünomodülatör özellikleri (68, 70, 113) için önemli olduğuna inanılmaktadır. Sekretomsuz ancak sağlam membran bütünlüğüne sahip ısıyla inaktive edilmiş MSC'ler IV infüze edildiğinde, monosit fonksiyonunu kontrol hücreleriyle aynı şekilde modüle ettiler, IL- 10 seviyelerini arttırdılar ve IFN-γ seviyelerini düşürdüler. Bu çalışmanın sonuçları, MSC uygulamasından sonra immün yanıtın, aktif immünomodülatör aktivitelerine (114) bağlı olmadığını ve bazı immünomodülatör etkiler için tek başına MSC'lerle temasın yeterli olduğunu göstermektedir.

Fakat ECV'lerin izolasyonu ve saflaştırılması için standartlaştırılmış tekniklerin eksikliği, ECV araştırmalarında başlıca sınırlama olmaya devam etmektedir. Eksozom izolasyonu için en yaygın kullanılan yöntemler; ultrasantrifüjleme, ultrafiltrasyon, teğetsel akış filtrasyonu, tetikleme ve boyut dışlama kromatografisi ve immünoafiniteye dayalı yöntemlerdir. Örneğin, eksozomların esas belirteçleri endositoz (115) ile ilişkilidir ve caveolinleri, klatrinleri, transferrin reseptörlerini, tetraspaninleri (CD81, CD63, CD9), Alix ve TSG101'i içerir (116). Ligandlar ve kargo, ECV tipleri arasında farklılık gösterir ve bu da her ECV tipinin farklı bir işlevi olduğu varsayımına yol açar. Eksozom izolasyonu için standartlaştırılmış yöntemlerin olmaması, eksozomları benzer boyuttaki diğer ECV'den ayırma yetersizliğine yol açmaktadır. Ayrıca, şu anda ECV saflığı için standart bir ölçüm yoktur. ECV'leri tanımlamadaki tutarsızlıklar bu nedenle literatürde (116, 117) mevcuttur. Uluslararası Hücre Dışı Veziküller Derneği'nin yönergeleri, araştırmacılara, kullanıldığında dikkatli bir şekilde tanımlanması gereken belirli bir alt tip tanımı yerine "hücre dışı vezikül" genel terimini kullanmaları için çağrıda bulundular. Ayrıca kılavuzlar çoğaltmaya izin vermek için izolasyon ve hazırlık prosedürünün ayrıntılı olarak açıklanması gerektiğini önermektedir. ECV işlevinin doğrulanması, ECV'lerin etkisinin hücre-hücre teması olmadan gerçekleştiğinin ve çözünür (solübl) , non-ECV salgılanan faktörlerle elde edilmediğinin gösterilmesini gerektirir (118).


Apoptoz Aracılığıyla İmmünomodülasyon

Apoptoz, MSC'nin immünomodülatör etkisinde de önemli bir rol oynayabilir. Ölmekte olan hücrelerin fagositik klirensi (eferositoz) sadece iltihabın çözülmesinde ve hasarlı dokunun işlevinin yeniden sağlanmasında değil, aynı zamanda iltihaplı dokularda adaptif ve bağışıklık tepkilerinde de rol oynamaktadır (119). Luk (114) tarafından yürütülen bir çalışmada, ısıyla inaktive edilmiş MSC modüle edilmiş monosit, kontrol hücreleriyle aynı şekilde işlev görerek IL-10 seviyelerinin artmasına ve IFN-γ seviyelerinin düşmesine neden olduğu gösterilmiştir. Bu çalışmanın sonuçları MSC uygulamasından sonra immün yanıtın, aktif immünomodülatör aktivitelerine bağlı olmadığını ancak MSC varlığı ile tetiklenen diğer hücrelerden türetildiğini göstermektedir. Son kanıtlar ayrıca doğuştan gelen bağışıklık sistemi hücrelerinin MSC etkisine aracılık etmede belirleyici olduğunu göstermektedir. Özellikle Galleu tarafından MSC'lerin, IV infüze edildikten sonra sitotoksik hücrelerin, yani CD56+ NK hücreleri ve CD8+ T hücrelerinin varlığında apoptoza uğradığı gösterilmiştir. Sitotoksik hücreler tarafından indüklenen MSC apoptozu MHC'den bağımsızdır ve MSC ile sitotoksik hücreler arasında fiziksel temas gerektirmektedir. Apoptotik MSC'ler daha sonra IDO üreterek (120) nihai olarak immünosupresif aktivite sağlayan makrofajlar tarafından fagosite edilir. Apoptotik MSC ile sarılmış monositlerin, PGE2 üreterek T hücresi proliferasyonunun inhibisyonunu arttırdığı Cheung (121) tarafından yürütülen çalışmalarla da benzer sonuçlar elde edinilmiştir. Bu nedenle apoptoz kaynaklı immünosupresyon mekanizması yüksek sitotoksisite sergileyen hastaların MSC'ye daha duyarlı olacağı klinik tedavilerde öngörücü olabilir (120, 121). de Witte (122) ayrıca farelerde IV uygulamadan sonra MSC'lerin akciğerlerde monositler ve nötrofiller tarafından hızla fagosite edildiğini göstermiştir. MSC'nin fagositoz monositlerde düzenleyici fenotip ekspresyonunu ve polarizasyonlarını başlatır, bu da T-reg hücrelerini uyararak adaptif bir bağışıklık sistemini modüle etmektedir.


Mitokondriyal Transfer

Mitokondriyal transfer, MSC etkisinin başka bir mekanizması olarak önerilmiştir. Molekülleri ECV'ler yoluyla aktarmaya ek olarak, MSC'ler, tünelleme nanotüpleri yoluyla organellerin hücreler arası transferini yapabilir gibi görünmektedir. 2006 yılında MSC ve somatik hücreler arasında ilk mitokondri transferi gözlemlendi (123). Bu çalışma, mitokondrinin yetişkin kök hücrelerden somatik hücrelere aktif transferinin, işlevsel olmayan mitokondrili memeli hücrelerinde aerobik solunumu kurtarabileceğini ortaya koymuştur. Bir fare pnömoni modelinde, insan BMSC mitokondrilerini tünelleme nanotüpleri yoluyla alveolar makrofajlara aktarabilir, bu da makrofajların fagositozunun artmasına ve MSC'nin antimikrobiyal etkisine yol açmıştır (124). Mitokondri transferi, sistemik olarak uygulanan BMSC'den diyabetik nefropati fare modeline in vivo olarak da gösterildi (125). Mitokondriyal transfer, çeşitli fizyolojik ve patolojik aktivitelerle ilişkili olduğundan, mitokondriyal transfer, birçok patolojik durumun gelecekteki tedavileri için potansiyel olarak faydalı olabilir.


MSC YUVALANMASI (homing)

Karmaşık immünomodülasyon mekanizmalarının yanı sıra, MSC temelli tedavilerin en önemli avantajlarından biri de hasarlı dokuyu barındırma yetenekleridir. MSC homing; kemokinler, sitokinler ve büyüme faktörleri gibi kimyasal faktörlerle sıkı bir şekilde

ilişkilidir. MSC yerdeğişimine dahil olan ana kimyasal faktörlerden biri, dış zarda CXCR4 reseptörlerini açığa çıkan hücreler için kemo-çekim sinyaller gönderen, hasarlı dokudan salınan bir kemokin olan stromal hücre kaynaklı faktör 1'dir (SDF-1) (126). Fakat aktive edilmemiş MSC'lerde CXCR4, hücre yüzeyinde yalnızca düşük seviyelerde bulunur, ancak hücre içi olarak daha yüksek seviyelerde bulunmaktadır. Aktivasyon üzerine MSC'ler, CXCR4 moleküllerini hücre yüzeyine hızlı bir şekilde yer değiştirebilir, bu da onların yerdeğişim ipuçlarını takip etmelerini sağlar (127). CXCR4'ün yanı sıra, CCR6, CCR9, CXCR3 ve CXCR6 gibi MSC yerdeğişimine katılan MSC membranlarında başka kemokin reseptörleri de tanımlanmıştır (128). Yaralı dokularda ve inflamasyonda yukarı doğru regüle edilen bir başka kimyasal madde de osteopontindir. Bu sitokin, OPN tarafından (129) başlatıldıktan sonra MSC'de açığa çıkarılan integrin β1'e ligasyon yoluyla MSC'yi yaralanma bölgelerine alır. Büyüme faktörleri arasında, fibroblast büyüme faktörü (130), vasküler endotelyal büyüme faktörü (131), hepatosit büyüme faktörü (132), insülin benzeri büyüme faktör-1 (133) ve TGF-β1'in (134) MSC homing için önemli ölçüde etkilediği gösterilmiştir. Mekanik gerinim, kayma gerilimi, matris sertliği ve mikro yerçekimi gibi mekanik faktörler de MSC homing için önemli bir rol oynar (135). Kök hücre tedavilerinde, MSC'nin lokal transplantasyonu (nakli), hücre uygulaması için uygun bir yöntemdir. Ancak bazı durumlarda potansiyel invazivlik nedeniyle intraparankimal MSC enjeksiyonu mümkün olmayabilir (136). Bu nedenle IV yolunun en az invaziv olduğu sistemik uygulamalar tercih edilir. IV uygulamasından sonra MSC'nin yuvalanması (homing) çeşitli engellerle karşı karşıyadır. İlk olarak, sistemik olarak nakledilen MSC, önce dolaşımdan çıkmalı ve ardından yaralanma bölgesine yerdeğişimi yapmalıdır (137). İkinci olarak, IV transplantasyondan sonra MSC'ler sıklıkla sekestre edilir ve daha sonra akciğerlerden temizlenir (122, 138- 142). MSC, süspansiyonda ortalama 30μm boyutunda nispeten büyük hücrelerdir. Karşılaştırıldığında, pulmoner kılcal damarların çapı ortalama olarak sadece 14μm'dir ve bu da MSC'nin akciğerlerde mekanik olarak tutulmasına neden olur (138). Boyutlarına ek olarak, MSC'nin pulmoner endotel ile moleküler etkileşimleri, akciğerlerde birikmelerinin başka bir nedeni olabilir. Akciğer dokusunda MSC sıkışmasının kritik nedeninin integrinlerin aşırı ekspresyonu ve aktivasyonu olduğunu gösteren ilk kişi Wang'dır (143). Çalışmaları, integrinlerin bloke edilmesinin, farelerde MSC'lerin akciğerlerde tutulmasını önemli ölçüde azalttığını, kanda dolaşan MSC'lerin seviyelerinin arttığını ve MSC'lerin hedef dokulara doğru yuvalanmasının (homing) arttırdığını gösterdi. Sistemik infüzyondan sonra MSC'lerin izlenmesi ayrıca MSC'lerin kısa ömürlü olduğunu ve infüzyondan 24 saat sonra genellikle ortadan kaybolduğunu göstermiştir (122, 139). MSC'lerin uzun vadeli faydalı etkileri, bu nedenle, kısa ömürleriyle bir şekilde çelişkilidir (144). İlginç bir şekilde, terapötik etkileri, hücrelerin canlılığı ile ilişkili olmayabilir, çünkü de Witte (122), hücrelerin akciğerlerde birikmesine ve IV uygulamadan sonra kısa canlılığa rağmen, MSC'nin bağışıklık hücreleri tarafından apoptoz ve fagositoz yoluyla uzun vadeli etki gösterdiğini göstermiştir. IV uygulama ile ilgili sorunlardan kaçınmak için intraarteriyel (IA) ve intraperitoneal (IP) uygulama gibi diğer yollar test edilmiştir. IA uygulaması, filtreleme organlarında MSC birikimini azaltabilir ve bu nedenle iskemik yaralanmaların kök hücre tedavisi için umut verici bir yoldur (98). MSC'nin IA enjeksiyonu, hücrelerin daha iyi dağılımına izin verebilir. Sağlıklı bir domuz modelinde femoral arter yoluyla MSC'nin merkezi IA uygulaması, çeşitli organlarda, özellikle karaciğerde, MSC'nin alımının arttığını göstermiştir (98). IA

uygulamasının dezavantajı, teknik olarak IV enjeksiyondan (145) daha zor bir prosedür olması ve olası bir intravasküler oklüzyon riskinin olmasıdır (145, 146). Sole (145) ,allojenik BMMSC'nin intraarteriyel uygulaması IA bölgesel uzuv perfüzyonu yoluyla yapıldığında atlarda arteriyel tromboz gözlemlemiştir. İlginç bir şekilde, turnike kullanılmadan IA enjeksiyonu yapıldığında tromboz komplikasyonu saptanmamıştır ve bu da trombozun MSC uygulamasının değil kan stazının bir sonucu olduğunu gösterir (147). Benzer şekilde, MSC'nin IA enjeksiyonunun, atlarda kraniyal tibial artere yine turnike olmadan enjekte edilen allojenik at BMMSC ile uygulanabilir olduğu kanıtlanmıştır (148). Nishimura (149) ayrıca, bir köpek karaciğer fibrozisi modelinde hepatik arter yoluyla otolog BMMSC'leri uygulayarak MSC'lerin IA uygulamasının güvenliğini ve etkinliğini kanıtlamıştır. MSC'lerin IP uygulaması nadiren kullanılır, ancak intraabdominal bölgelere ulaşma potansiyeli taşır ve kedilerde (150) kullanıldığında nispeten güvenli görünür. MSC'lerin IP uygulamasının, sıçanlarda (151) mesane detrüsörünün bozulmasının tedavisinde ve farelerde (93) inflamatuar bağırsak hastalığının tedavisinde de faydalı olduğu gösterilmiştir. Ayrıca, IP yaklaşımı, evcil köpeklerde insüline bağımlı diyabetes mellitusta FDA kılavuzluğundaki bir pilot çalışmada Neoislet'leri, ADMSC kümelerini ve pankreas adacık hücrelerini enjekte etmek için kullanıldı. Neo-adacıkların aşılandığı, yeniden farklılaştığı, insülin ürettiği ve oto- veya alloimmün yanıtı tetiklemediği görünmektedir (152).


PROİNFLAMATUAR SİTOKİNLER İLE MSC ÖN KOŞULLANDIRMA

MSC'lerle tedavi edilen birçok hasta, akut veya kronik enflamatuar hastalıklardan muzdarip olduğundan, MSC'ler uygulandığında enflamatuar ortamın in vivo mevcut olması muhtemeldir. Bu nedenle tedaviden önce MSC'lerin IFN-γ ile kullanıma hazırlanması, MSC'lerin vücutta bulunacağı ortamı taklit eder. Enflamatuar koşulların, MSC'ler ve B hücreleri arasındaki etkileşimi arttırdığı öne sürülmüştür. Luk (70), inflamatuar ortam altında kültürlenen MSC'lerin, indolamin-2,3-dioksijenaz aktivitesinin (IDO) indüklenmesi yoluyla B-hücreleri tarafından B-hücre proliferasyonunu ve IgG üretimini önemli ölçüde azalttığını, buna karşın inflamatuar olmayan koşullar altında kültürlenen MSC'lerin, B-regs yüzdesini arttırdığını göstermiştir ancak çoğalmalarını etkilememiştir. MSC'lerin IFN-γ ile hazırlanmasına karar verirken doku orijini de dikkate alınmalıdır. Örneğin, Wharton jölesinden elde edilen köpek MSC'leri IFN-γ 'den etkilenmez (102). Terapötik potansiyellerini geliştirmek için MSC'lerin ön koşullandırılması ile bağlantılı olarak, ECV'lerin ön koşullandırılmasının da terapötik etkileri için faydalı olduğu gösterilmiştir. Son zamanlarda, antiinflamatuar sitokinlerle önceden koşullandırılmış köpek MSC'lerinden ECV'lerin fare kolitinde makrofaj polarizasyonunu ve Treg oluşumunu arttırdığı bildirilmiştir (92). Fakat bazı çalışmalar MSC'nin proinflamatuar sitokinlerle ön koşullandırmanın olumsuz etkilerini de bildirmiştir. IFN- γ ön tedavisi, MHC (71) ve MHC II ekspresyonunun (153- 155) yukarı regülasyonu ile MSC'nin immünojenisitesini arttırmıştır. IFN-γ ön tedavisi ayrıca apoptoza dahil olan genlerin ekspresyonunu önemli ölçüde yukarı regüle ederek MSC üzerindeki olumsuz etkiyi yansıtır (156). Hem IFN-γ hem de TNF-α ile tedavinin fare MSC'lerinde apoptozu başlattığı da gösterilmiştir. Apoptoz, indüklenebilir nitrik oksit sentazın (iNOS) ekspresyonu ve apoptoz için gerekli olan nitrik oksit üretimi ile uyarılmıştır (157). İmmünosupresif yeteneklerinin eşzamanlı olarak artmasıyla birlikte IFN-γ ile ön koşullandırmanın olumsuz etkilerinden kaçınmak için, alternatif olarak MSC'lerin IL-17A ile ön tedavisi önerildi (156) . Brandt (158) tarafından yapılan bir araştırma, at ADMSC'lerinin inflamatuar bir ortamda tehlikeye girdiğini gösterdi. Yüksek konsantrasyonlarda proinflamatuar sitokinler TNF-α ve IL-1β ve lökositlerin varlığı, ADMSC'lerin proliferasyon potansiyelini ve osteojenik farklılaşmayı arttırdı, ancak hücrelerin canlılığını, aşılanmasını, kondrojenik ve adipojenik farklılaşma potansiyelini ve kas-iskelet belirteçlerinin ifadesini olumsuz etkilemiştir. MSC'nin proinflamatuar sitokinlerle ön koşullandırmaya ilişkin çeşitli çalışmalardan elde edilen çelişkili sonuçlardan dolayı bu tür ön tedavilerin potansiyel bir yararlı etkisi olmasına rağmen, bunların çok dikkatli bir şekilde değerlendirilmesi gerektiğini ve bu tür ön koşullandırmanın potansiyel olumlu etkilerini açıklığa kavuşturmak için daha fazla çalışmaya ihtiyaç duyulacağını düşündürmektedir.


VETERİNERLİKTE MSC'NİN KLİNİK KULLANIMI

Bugüne kadar kök hücreler farklı hayvan türlerinde çeşitli hastalıkların tedavisi için çoğunlukla deneysel olarak kullanılmıştır. Rejeneratif veteriner tıbbının ilk odak noktası ortopedik hastalıklara yönelikti, ancak odak şimdi orodental ve sindirim sistemi hastalıkları, karaciğer, böbrek, kalp, solunum, nöromüsküler, deri, koku alma ve üreme sistemi hastalıkları gibi diğer alanlara hızla yayılmaktadır. Kök hücre tedavileri en çok köpeklerde ve atlarda çeşitli organ sistemlerinin çeşitli hastalıklarında; kedilerde böbrek, solunum ve iltihabi hastalıklarda kullanılmıştır.


Kas-İskelet Sistemi Hastalıkları Tendon ve Ligament Hastalıkları

Tendon ve bağların travmatik ve stresli yaralanmaları, sağlıklı dokuya göre fonksiyonel olarak yetersiz olan bir yara dokusunun oluşmasıyla doğal olarak iyileşir. İlk yaralanma yapısal sertlikte bir azalmaya neden olurken, fibrozis tendon veya bağın fizyolojik yapısını ve işlevini yok eder (159). Bu durum yeniden yaralanmaya eğilimli, bozulmuş lokomotor işleviyle sonuçlanır (160). Bu nedenle optimal tedavi, dokunun normal yapısını ve fonksiyonunu restore etmeyi amaçlamalıdır. Atlarda tendon yaralanmaları için geleneksel tedaviler; soğutma (161), bandaj ve kontrollü egzersiz ile rehabilitasyon dönemine dayanmaktadır. Farmakolojik tedaviler, sistemik ve lokal kortikosteroidlerin veya diğer anti-inflamatuar ilaçların kullanımını içerir (162), ancak genellikle cerrahi tedavi gerekir (163, 164). Bu koruyucu teknikler tam doku iyileşmesine izin vermez, yeniden yaralanma yaygındır ve çoğu zaman hayvanlar yaralanma öncesi performans düzeyine geri dönemezler (162). Bu nedenle ideal tedavi, normal tendon matrisini yeniden oluşturmayı amaçlamalıdır. MSC'nin kullanımı, daha iyi doku rejenerasyonu için potansiyel bir aracı temsil ettiği için geleneksel yaklaşıma bir alternatif olarak tanıtılmıştır (165, 166). Rejeneratif hücre bazlı terapi, kollajen liflerinin uygun oluşumu ile iyileşmeyi ve daha az tekrarlama riski ile normal tendon aktivitesinin başarılı bir şekilde yeniden kazanılmasını amaçlar. Tedaviye ihtiyaç duyan aynı dokudan izole edilen MSC'nin, kök hücre tedavisi için en uygun MSC kaynağı olacağı tahmin edilmektedir. Bu nedenle tendinopatiler için en iyi kök hücre kaynağı tendon türevli kök hücreler olacaktır (167), ancak kök hücrelerin tendon dokusundan izolasyonu çok zordur ve tendonogenez için standart bir indüksiyon protokolü yoktur (168). Bu nedenle, tendon rejenerasyonu için esas olarak yağ dokusu ve kemik iliği olmak üzere diğer kaynaklardan gelen kök hücreler kullanılırdı. Atın yüzeysel dijital fleksör tendonuna otolog BMMSC implantasyonu ilk olarak 2003 yılında rapor edilmiştir (165). Yüzeysel dijital fleksör tendon lezyonları olan 11 yarış atına hücreler enjekte edildikten sonra, önemli klinik iyileşme rapor edilmiştir (169). Benzer şekilde, doğal olarak meydana gelen yüzeyel dijital fleksör tendon yaralanması olan 141 yarış atını içeren bir kohort çalışmasında, intralezyonel otolog BMSC enjeksiyonu, 2 yıllık takipte tüm atlarda yeniden yaralanmaların %28 den küçük bir oranla sonuçlanmıştır (170). Sonuçlar, atların intralezyonel hyaluronan, beta aminopropionitril fumarat veya polisülfatlanmış glikozaminoglikanlar enjeksiyonu ile tedavi edildiği, aynı tip yaralanma ve takip ile ilgili benzer bir çalışmadan elde edilenlere kıyasla yeniden yaralanma oranında önemli bir azalma gösterilmiştir (160). Smith (171) tarafından, doğal olarak meydana gelen tendinopatilerin otolog BMSC tedavisinin, doğal iyileşme süreci sırasında oluşan fibröz bir dokudan ziyade normal bir tendon matrisine benzeyen doku oluşumunu indüklediği gösterilmiştir. Otolog MSC tedavisine ek olarak, yüzeysel ve derin dijital fleksör tendonların tendiniti ve alt kontrol bağlarının desmiti gibi tendon ve bağ bozuklukları için allojenik MSC tedavisi ile de umut verici sonuçlar bildirilmiştir (172). Fakat atların yüzeysel dijital fleksör tendonlarının cerrahi olarak indüklenen lezyonlarında, otolog BM- veya ADMSC tedavisi, trombositten zengin plazma (PRP) gibi diğer tedavilere kıyasla çok küçük bir iyileşme sağlamıştır (173, 174).

Atlara benzer şekilde, köpekler de deneysel MSC tedavilerine tabi tutuldu. Köpeklerde sık görülen yaralanma boğaz eklemindeki önemli bir kraniyal bağın yırtılmasıdır (175). Yırtılması, boğucu osteoartrit ile ilişkilidir ve yetişkin köpeklerde topallığın en yaygın nedenidir (176). Şu anda önerilen tedavi cerrahi bir düzeltmedir (177).

Birkaç çalışmadan elde edilen pozitif tedavi sonuçları, bu durumda MSC kullanımının değerini vurgulanmıştır. Allojenik BMSC'nin tek eklem içi enjeksiyonundan sonra ameliyat sonrası topallık ve ağrı seviyesinin, osteotomisi (TPLO) dengeleyerek tibial plato gerektiren köpeklerde 1 aylık oral steroidal olmayan anti-enflamatuar ilaçların (NSAID'ler) uygulanmasına değerli bir alternatif olabileceği gösterilmiştir (178). İntraartiküler olarak enjekte edilen otolog BMMSC'lerin, yaralı kraniyal kritik bağ bölgesine engraftrasyon yaptığı (179) ve bir anti-inflamatuar etkiye sahip olduğu gösterilmiştir. Aynı durumdaki köpeklerde ameliyat sonrası intraartiküler veya IV otolog MSC enjeksiyonu, BMSC enjeksiyonundan sonra 8 hafta boyunca devam eden CD8+ T-hücrelerinde azalma, serum ve sinovya (eklem sıvısı) CRP'sinde azalma ve sinovyal IFN-γ düzeylerinde azalma ile sonuçlanmıştır (180). Cerrahinin optimal çözüm olmadığı, boğucu eklemin destabilizasyonunun olmadığı kısmi yırtık vakalarında, otolog BMMSC tedavisinin PRP ile kombinasyon halinde eklemde ve kontralateralde daha ileri dejeneratif değişikliklerin ilerlemesini önlediği retrospektif çalışmadan köpeklerde bağ yırtılmasında umut verici sonuçlar toplanmıştır (181).


Eklem Hastalıkları

Göreceli hiposelülerlik ve avaskülarizasyon nedeniyle, kıkırdak dokusunun kendi kendini onarma kapasitesi sınırlıdır. Atlarda, performans sırasında eklem yüzeylerine yerleştirilen aşırı yükleme kuvvetlerinden ve mekanik stresten daha fazla etkilenir (182). Atların atletik kariyerini bitirmesinin ve kronik topallığın en yaygın nedenlerinden biri eklem hastalıklarıdır ve en yaygın olanı osteoartrittir (183). Eklem kıkırdağı, bağlar ve menisküs hasarını içeren kas-iskelet sistemi yaralanmalarının geleneksel tedavisi, genellikle atların atletik performansı için kötü prognoz ile bağlantılıdır (184, 185). Atlarda kemik, menisküs ve kıkırdak koşullarının eklem içi MSC tedavisinin in vivo etkinliği belgelenmiştir. Atlarda en çok çalışılan ve tanımlanan lokomotif sistem bozukluğu, geleneksel tedavinin ağrı ve iltihabıazaltmak için anti-inflamatuar kortikosteroidlerin uygulanmasına dayandığı dejeneratif bir eklem hastalığı olan kemik spavinidir. Kemik spavinli 16 atın eklem içine otolog ADMSC ile tedavi edildiği çalışmadan elde edilen sonuçlar, MSC tedavisinin olumlu ve uzun süreli etkisini göstermektedir. Tedavi edilmeyen kontrol grubuna kıyasla tedavi edilen atlarda tedaviden 180 gün sonra hiçbir topallık belirtisi gözlenmemiştir. Bu, sintigrafik inceleme ile doğrulanmıştır ve iltihabın hala mevcut olduğu kontrol grubuyla karşılaştırıldığında tedavi edilen atların tarsal eklemlerinde hiçbir iltihaplanma süreci belirtisi ortaya çıkmamıştır (186). Menisküs hasarı olan atlarda MSC tedavisi de çok umut vericidir. Otolog BMMSC'nin intraartiküler uygulaması ile tedavi edilen atlar, yalnızca artroskopi ile tedavi edilenlere göre daha yüksek bir yüzdeyle işe dönebilmişlerdir (187). Bir çalışmada, osteoartritli 80 at allojenik ADMSC ile tedavi edildi ve 90 günlük takip süresi boyunca topallıkta önemli bir azalma gözlemlendi, bu da allojenik hücrelerin faydalı etkisini ortaya koymuştur (188). Benzer şekilde, atlarda metakarpofalangeal/metatarsofalangeal eklemin osteoartritinin tedavisi için allojenik göbek kordonundan türetilen MSC, 6 ay boyunca önemli ölçüde iyileştirilmiş bir topallık ile sonuçlanmıştır, ancak tek veya tekrarlanan MSC enjeksiyonunda hiçbir klinik farklılık gözlenmemiştir (65). Fakat bazı çalışmalar osteoartritli atlarda allojenik MSC'lerin tekrarlanan intraartiküler enjeksiyonlarından sonra olumsuz klinik tepkiler bildirmiştir (60). Allojenik MSC'lerin tek enjeksiyonlarının bile hafif ila orta derecede lokal inflamatuar belirtileri indüklediği bildirilmiştir (64). Köpeklerde yapılan birkaç çalışma, artritik eklemlere MSC uygulamasının hastaların rahatsızlığını azalttığını ve fonksiyonel yeteneklerini arttırdığını göstermiştir. Plasebo ile tedavi edilen eklemlere kıyasla otolog ADMSC ile tedavi edilen eklemlerde osteoartritin önemli ölçüde geciktirilmiş ilerlemesiyle gösterilen, sertosteoartritli (189) köpeklerde topallıkta önemli bir iyileşme doğrulanmıştır. Kalça osteoartriti olan köpeklerde Black (190) ve Vilar (191) tarafından benzer sonuçlar raporlanmıştır. Farklı eklemlerin köpek osteoartritinin tedavisinde otolog ADMSC'lerin intraartiküler enjeksiyonunun etkisi, 4 yıla kadar takipli bir çalışmada gösterildiği gibi uzun süreligörünmektedir (192). Allojenik ADMSC'lerin kullanımıyla, osteoartrit tedavisi için MSC tedavisinde önemli iyileşme de gösterilmiştir. Prospektif, randomize, latent ve plasebo kontrollü bir çalışmada allojenik ADMSC'lerle tedavi edilen 74 köpekte, hiçbir yan etki bildirilmemiştir ve plasebo grubuna kıyasla klinik belirtileri azaltmada etkileri gözlemlenmiştir (193). Şiddetli kronik ağrıya ve topallığa neden olan şiddetli osteoartritli 203 köpek üzerinde yapılan bir başka kapsamlı çalışmada, sonuçlar tedaviden 10 hafta sonra genç köpeklerin %90'ında olağanüstü iyileşme ve yaşlı köpeklerin %60'ında iyi iyileşme gösterdi (194). Allojenik göbek kordonundan türetilen MSC'ler ile tedavi edilen bir köpek osteoartritmodelinde, kıkırdak onarımı, kıkırdak neogenezi, azalan eklem sıvısı içeriği, azaltılmış inflamatuar yanıt ve tedavi edilmeyen kontrol grubuna kıyasla çevre dokuların iyileşmesi şeklinde gösterilmiştir (27). Atlarda çalışmanın aksine, tekrarlanan allojenik MSC tedavisinin, intraartiküler MSC enjeksiyonundan 2 yıl sonra bile yan etkiler olmaksızın sadece hafif ve kendi kendini sınırlayan inflamatuar reaksiyonlarla güvenli olduğu gösterilmiştir (63). Otolog veya allojenik köpek osteoartritinin MSC tedavisi de test edilmiş ve PRP veya hyaluronik asit (191, 195, 196) ile kombinasyon halinde faydalı olduğu kanıtlanmıştır. Köpeklerin osteoartritinde ADMSC ve PRP tedavilerinin karşılaştırılmasında, MSC tedavisinin daha güçlü ve daha yararlı etkileri olmuştur (197).

Kas-iskelet sistemi bozukluklarının tedavisinde MSC tedavisinin, özellikle tendon yaralanmaları, kemik spavini ve menisküs hasarları olan atlarda ve osteoartritik koşullara sahip köpeklerde oldukça etkili olduğu kanıtlanmıştır. MSC tedavilerinin bu tür olumlu sonuçları, bilinen toksik yan etkileri olan anti-inflamatuar ilaçların uzun süreli lokal veyasistemik kullanımına olan ihtiyacı azaltmaktadır. Ancak, MSC'lerin ve özellikle allojenik MSC'lerin etki mekanizmaları hakkındaki bilgilerimizi genişletmek için ek çalışmalara ihtiyaç vardır, çünkü tüm çalışmalar tedavide kullanıldıklarında güvenlikleri konusunda olumlu sonuçlar vermemiştir. MSC'den türetilen ECV'ler, MSC'lerin çeşitli biyolojik eylemlerinitaklit ettikleri için allojenik MSC tedavisine umut verici bir alternatif sunabilir. ECV tedavisi, bir aygırda asılı bağ yaralanmasını tedavi etmek için zaten test edilmiş olup, artan lezyon dolumu, gelişmiş anjiyogenez ve hasarlı tendonun elastikiyeti olarak gösterilen pozitif sonuçlar vermektedir (111).


Ağız Hastalıkları

Ağız ağrısı ve çiğneme sorunları, hayvanın yaşam kalitesi üzerinde büyük bir etkiye sahip olabilmektedir. Birçok ağız hastalığı da sistemik sorunlara yol açabilmektedir (198). Diş çürüğü, periodontal hastalık, kalıcı diş kaybı, oral mukozal lezyonlar, orofaringeal kanser ve diş travması gibi ağız hastalıkları da dünya çapında önemli sağlık sorunlarından biridir (199). Rejeneratif hücre tedavisinin genişleyen gelişimi ile kök hücreler, orodental dokuların iyileşmesine ilgi çekmiştir. Çalışmalar, diş ve periodontal dokuların rejenerasyonunu indüklemek için MSC'lerin immünomodülatör etkilerine ve alveolar defektlerde implant gücünü ve kemik dokusu onarımını geliştirmek için MSC'lerin farklılaşma potansiyeline odaklanmaktadır. Kemik iliği ve yağ dokusu gibi olağan kök hücre kaynaklarına ek olarak, diş pulpası kök hücreleri (DPSC) (200- 202) veya periodontal ligament kök hücreleri (PDLSC) (203, 204) gibi lokal dokulardan türetilen hücreler, orodental hastalıklarda terapötik bir seçenek olarak incelenmektedir. Deneysel köpek modellerinde, otolog BMSC'ler veya ksenogenik periodontal ligament MSC'leri, büyüme faktörleri (205), fibrin yapıştırıcı, PRP (206), ephrinB2—kemik homeostazını (204) düzenleyen bir zar proteini veya gözenekli bifazik kalsiyumfosfat yapısı (203) ile birleştirildiğinde periodontal ligament rekonstrüksiyonunda faydalı olduğunu kanıtlamıştır. Tek başına allojenik ADMSC'ler ayrıca mini domuz periodontal defekt modelinde periodontal doku rejenerasyonunu indükleyebilmektedir (207). Diş pulpası rejenerasyonu için, diş pulpasından veya otolog BMSC'lerden (208) alınan otolog (200) ve allojenik (201) kök hücreler, köpek modellerinde diş pulpası rejenerasyonunda etkili olmuştur. Bu çalışmalar orodental doku rejenerasyonunda umut vaat etse de, diğerleri diş implantlarıyla ilişkili kusurlar gibi diş koşullarında kök hücrelerin yararlı bir etkisi olmadığını raporlanmıştır (209).

Hayvan modelleri üzerinde yürütülen çalışmalar, orodental doku rejenerasyonunu teşvik etmede kök hücrelerin ve doku mühendisliğinin kullanımı için gerçekten bir temel ve referans teşkil etmektedir. Fakat doğal olarak ortaya çıkan hastalıkları olan mevcut hastalarda orodental problemler için kök hücre tedavilerinin etkinliğini ve kullanışlılığını kanıtlamak için hala kapsamlı araştırmalara ihtiyaç vardır.

Fakat kedilerde bukkal ve kaudal oral mukozaya uzanan kronik gingiva iltihabı ile karakterize edilen, kedilerde ağrılı ve güçten düşürücü bir oral durum olan kedi kronik gingivostomatitinin (FCGS) MSC tedavisinden çok umut verici sonuçlar ortaya çıkmaktadır. FCGS'den muzdarip kedilerde anoreksi, ağız ağrısı, kilo kaybı, pityalizm, ağız kokusu ve tımarlama eksikliği görülür (210). Mevcut tedavi seçenekleri arasında kortikosteroidler (211), siklosporin (212) gibi ilaçlar ve dişlerin cerrahi olarak çıkarılması (213) yer alır ve değişken yanıt oranlarına ve çeşitli olası yan etkilere (214) sahiptir. Arzi (215), otolog ADMSC ile IV tedavisinin, çoğu kedide tam klinik ve histolojik çözünürlük veya klinik hastalık şiddetinde azalma ile sonuçlandığını göstermiştir. MSC'nin immünomodülasyonu, immün hücre alt kümelerinin, serum proteininin ve sitokin seviyelerinin normalleşmesiyle gösterildi. Çalışmanın sonuçları ayrıca, MSC tedavisine(215) yanıtı tahmin etmek için bir biyogösterge olarak CD8Io hücrelerinin yokluğunu da ortaya koydu. İlginç bir şekilde, allojenikADMSC'ler, FCGS (216) tedavisinde otolog MSC'ye kıyasla daha düşük klinik etkinliğe sahip gibi görünmektedir. Klinik, histolojik ve sistemik yanıt, IV allojenik ADMSC uygulaması ile tedavi edilen FCGS'li kedilerin %70'inde gösterilmiştir (217).


Sindirim Sistemi Hastalıkları

İnflamatuar bağırsak hastalığı (İBH), etiyolojisi bilinmeyen bağırsak mukozasında kronik aşırı duyarlılık reaksiyonu ile seyreden otoimmün bir durumdur (218). Bazı köpekler, siklosporin veya steroid kullanan geleneksel yaşam boyu tedavilere karşı dirençlidir (219). Allojenik ADMSC'lerin tek IV infüzyonu, tedaviden 6 hafta sonra şiddetli IBD'si olan 11 köpekten 9'unda klinik remisyonla ve kandaki albümin, kobalamin ve folat düzeylerinde önemli bir artışla sonuçlandı (219). IBD, kronik kusma ve ishali olan kedilerde de nispeten yaygındır. Plasebo kontrollü kör bir çalışmada, IBD'li kediler allojenik ADMSC ile tedavi edildi. Sahipler, 7 kediden 5'inde klinik belirtilerin önemli ölçüde düzeldiğini veya tamamen düzeldiğini bildirdi. Buna karşılık, plasebo alan kedilerde klinik semptomlarda herhangi bir değişiklik veya hatta kötüleşme rapor edilmemiştir (220).

İmmünomodülatör ve anti-inflamatuar etkileri nedeniyle, MSC'ler IBD'li köpekler ve kediler için uygun bir alternatif tedavi gibi görünmektedir. Ön çalışmaların sonuçları umut vericidir, ancak MSC tedavisini hayvanlarda IBD'yi tedavi etmek için güvenli ve etkili bir yöntem olarak belirlemek için önemli takip çalışmaları ve daha fazla araştırmaya ihtiyaç vardır.


Karaciğer Hastalıkları

Çeşitli çalışmalar köpeklerde karaciğer hastalığı kök hücre tedavileri üzerinde durmmuştur. Yan (142), köpeklerde yapay olarak indüklenen akut karaciğer hasarı için otolog ADMSC'nin IV uygulamasının etkisini incelemiştir. ADMSC karaciğere yerleştirildi, periferik kandaki karaciğer enzimlerinin seviyeleri azaldı ve tedaviden sonra karaciğer doku yapısı restore edildi, bu da evcil hayvanlarda karaciğer hastalıklarında MSC kullanımı için potansiyeli göstermektedir. MSC ayrıca bir köpek karaciğer sirozu modelinde kullanılmıştır. Otolog BMSC'nin IV uygulaması, herhangi bir olumsuz yan etki olmaksızın, hücre alan grupta karaciğer fibrözü alanını önemli ölçüde azalttı ve karaciğer fonksiyonunu iyileştirmiştir (221).

IV'e benzer şekilde, bir köpek karaciğer fibroz modelinde BMSC'nin IA uygulamasının güvenli olduğu gösterildi, ancak ilginç bir şekilde, periferik kandaki karaciğer enzimlerinin seviyelerinin düşürülmesi üzerindeki etki, MSC'nin IA uygulamasıyla daha uzun sürdü (149). Otolog ADMSC'ler ayrıca dejeneratif hepatopatili 10 köpeği tedavi etmek için tekrar tekrar IV kullanıldı. Tüm hayvanlar, kontrol grubuna kıyasla her uygulamadan sonra hepatik biyogöstergedeki düşüşle ilgili olarak önemli ölçüde iyileştirilmiş karaciğer fonksiyonu sergiledi. MSC ile tedavi edilen klinik bir hepatokutanöz sendrom vakası da bildirilmiştir (222). Allojenik ADMSC'ler, karaciğer parankimine veya IV'e tekrar tekrar uygulandı. Gerileyen veya sınırlı klinik belirtilerle köpek sağ kalımı, bu hastalık için beklenenden daha uzun olmuştur (223).

MSC'lerin IV uygulaması, akciğerlerden (122, 142) temizlendikten sonra hücrelerin karaciğerde birikmesiyle sonuçlandığından, IV uygulama yolu, hayvanlarda MSC tedavisine yanıt veren karaciğer hastalıklarının tedavisi için mantıklı görünmektedir. Yine de, karaciğer hastalıklarının tedavisinde allojenik MSC'lerin en iyi uygulama yolu ve ayrıca MSC etkinliği ve güvenliği hakkındaki sonuçlar, mevcut hastalar üzerinde yürütülen az sayıda çalışma ile sınırlıdır. Bu nedenle, bu sorunları ele almak için daha fazla çalışmaya ihtiyaç vardır.


Böbrek Hastalıkları

Kronik böbrek hastalığı (KBH), geriatrik kedilerde yaygın bir tıbbi durumdur ve kronik tubulointerstisyel nefrit, tübüler atrofi ve interstisyel fibrozis ile karakterize edilir. Şu anda böbrek nakli, böbrek fonksiyonunu geri getirebilecek tek tedavidir (224).

Kök hücre bazlı tedaviler bu nedenle daha az agresif tedavi seçenekleri sunabilir. İntrarenal kök hücre inokülasyonunun ciddi yan etkileri ve anesteziyle ilişkili riskleri nedeniyle, kök hücrelerin IV uygulaması tercih edilen hücre dağıtımı seçimidir (225, 226). Fakat böbrek hastalığı olan kedilerde allojenik ADMSC'nin IV uygulaması, herhangi bir yan etki ile ilişkili değildi, ancak böbrek fonksiyonunda herhangi bir kısa vadeli iyileşme de rapor edilmedi (227, 228). Ancak Vidane (226) tarafından yürütülen bir çalışmada spontan CKD'li kedilere kedi amniyotik membranlarından türetilen allojenik MSC tekrar tekrar IV enjekte edildi ve MSC'nin ikinci uygulamasından sonra böbrek fonksiyonunda önemli iyileşme gözlendi. Spesifik olarak, serum kreatinin ve idrar protein konsantrasyonları azaldı ve idrar özgül ağırlığı arttı. Gıda alımı ve sosyal davranış da dahil olmak üzere kedilerin genel klinik durumunda da kayda değer iyileşme bildirilmiştir.

Birkaç çalışmadan elde edilen çelişkili sonuçlar, CKD'li kedilerde MSC tedavisinin uygunluğu hakkındaki sonucu engellemektedir. KBH'li kedilerde MSC tedavisinin sonuçlarını etkileyebilecek farklı faktörlerin, örneğin MSC'nin doku kaynağı, MSC'lerin tek veya tekrarlanan uygulamaları ve hastalığın evresine göre uygulama zamanı gibi olası etkilerini belirlemek için daha ileri çalışmalara ihtiyaç vardır. Ek olarak, kedilerde allojenik hücrelerin güvenliği ile ilgili çok az çalışma yapılmıştır ve bunun daha fazla araştırılması gerekecektir.


Kalp Hastalıkları

İnsan tıbbında, akut veya kronik miyokard enfarktüsünü takiben miyokard onarımına yönelik kardiyak kök hücre tedavileri birkaç yıldır kullanılmaktadır (229). Evcil hayvanlarda primer miyokard enfarktüsü nadiren görülür (230). Ancak büyük ve dev köpek ırklarında dilate kardiyomiyopati oldukça yaygın bir hastalıktır. Bu bozukluğun kaçınılmaz ilerlemesi, dirençli konjestif kalp yetmezliğine ve ölüme yol açmaktadır (231). Bu durum için deneysel bir tedavi, retrograd koroner venöz allojenik ADMSC iletimi ile Dobermanlarda gerçekleştirilmiştir. Tedavi güvenli olmasına rağmen, kök hücre tedavisinin hiçbir yararlı etkisi gözlenmemiştir. Benzer şekilde, dilate kardiyomiyopatinin allojenik kardiyosferden türetilen hücrelerle tedavisi, hücreler koroner damarlara nakledildikten sonra herhangi bir yararlı etkiye sahip değildir (232). Daha küçük köpek ırklarında, en yaygın kalp hastalığı, genellikle ventriküler genişleme ve işlev bozukluğu ile komplike olan dejeneratif kapak hastalığıdır (233). Petchdee ve Sompeewong, yavru süt dişlerinden elde edilen kök hücrelerin IV uygulamasının dejeneratif kapak hastalığı üzerindeki etkisini araştırmıştır (234). Sonuçları, sol ventrikül ejeksiyon fraksiyonunda bir iyileşme göstermiştir, ancak bu küçük bir çalışmaydı ve herhangi bir potansiyel olumlu etkiyi ortaya çıkarmak için daha fazla çalışmaya ihtiyaç duyulacaktır.


Solunum Hastalıkları

Solunum yolu hastalıkları veterinerlikte yaygın bir sorundur. Özellikle atlarda, tekrarlayan hava yolu tıkanıklığı (RAO) veya enflamatuar hava yolu hastalığı gibi çeşitli hastalıklardan oluşan astım, başarılı bir tedavisi olmayan ciddi bir tıbbi durumdur. Hastalık küflü saman, tozlu saman ve polen varlığında gelişir. Atlar sık sık öksürür, istirahatte artan solunum çabası ve egzersiz intoleransından muzdariptirler. Klinik belirtiler, kortikosteroidlerin, bronkodilatörlerin veya değişen ortamların uygulanmasıyla kontrol edilebilmektedir. İlaçların olumsuz yan etkileri olabilir ve yeni tedavi seçeneklerine ihtiyaç vardır. Barussi (235), kemik iliği kaynaklı mononükleer hücrelerin intratrakeal uygulamasının RAO'dan etkilenen atlarda solunum iltihabının seyri üzerindeki etkisini incelemiştir. Otolog hücrelerin tek intratrakeal uygulaması ile tedavinin ve deksametazon ile oral tedavinin karşılaştırılması, kemik iliğinden türetilen mononükleer hücrelerin, RAO'dan muzdarip atlarda klinik belirtileri ve inflamatuar yanıtı iyileştirdiğini göstermiştir. IL-10 seviyeleri hücre tedavisinden sonra artmış ve deksametazon ile tedavi edilen kontrol grubundan önemli ölçüde daha yüksekti. Bu çalışmanın sonuçları, köpeklerde (236) ve kedilerde (237) indüklenmiş solunum koşullarıyla ilgili deneysel çalışmaların olumlu sonuçlarıyla ilişkilidir.


Nöromusküler Hastalıklar ve Yaralanmalar

Hem insanlarda hem de hayvanlarda en yaygın nöromüsküler yaralanmalardan biri, genellikle ömür boyu sakatlıklarla sonuçlanan omurilik yaralanmalarıdır (SCI) (238). Köpeklerde omurilik yaralanması, travma veya fıtıklaşmış vertebral disk tarafından indüklenebilir. Her iki patolojide de kök hücre tedavileri denenmiş ve faydalı sonuçlar alınmıştır. Otolog BMSC tedavisi, hemilaminektomi yoluyla lokal olarak uygulanan hücrelere sahip köpeklerde spinal travmaya bağlı omuriliğin spontan yaralanması için test edilmiştir. Bazı hayvanlarda yürüyüş, nosisepsiyon ve propriosepsiyonda hafif ila orta derecede iyileşmeler gözlenmiştir (238, 239). Başka bir çalışmada, allojenik BMSC'ler standart ilaç tedavisi ile birleştirildi ve bu kombinasyon, tek başına geleneksel ilaç tedavisine kıyasla travmatik omurilik yaralanması olan hastaların fonksiyonel iyileşmesinde önemli ölçüde daha iyi iyileşme sağlanmıştır (240). Benzer şekilde, travmatik omurilik yaralanması olan köpeklerin MSC tedavisinde olduğu gibi, köpeklerde akut disk herniasyonunda da MSC tedavisinin olumlu sonuçları gözlenmiştir. Akut paraplejili köpekler, tek başına cerrahi dekompresyonla tedavi edilen köpeklere kıyasla, ADMSC'lerin epidural uygulamasından sonra lokomotor iyileşmesi daha hızlı olmuştur (241). Ancak doğal olarak meydana gelen dejeneratif intervertebral disk hastalığı olan köpeklerde, otolog BMSC transplantasyonu klinik sonuçları etkilememiş ve üç köpek hastasının hiçbirinde rejeneratif etki tespit edilmemiştir (242).

Köpeklerde travmatik omurilik yaralanmalarının ve disk herniasyonunun tedavisi için MSC kullanan çalışmaların sonuçları bazı olumlu etkiler göstermiştir, ancak MSC terapilerinin şu anda gözlemlenen terapötik etkilerini arttırmanın bir yolunu bulmak için gelecekteki çalışmalar gereklidir. Bir olasılık doku mühendisliği yaklaşımıdır. Bir çalışmada, köpek MSC'den türetilen sinir ağı dokusu omuriliğe nakledildi ve felçli uzuv motor fonksiyonunun kademeli olarak restorasyonu ile sonuçlandı (243). Bu nedenle, hücre tedavisi ve doku mühendisliği yaklaşımlarının omurilik yaralanmaları için, özellikle hastalığın ilerlemesinin genellikle deneysel olarak indüklenen patolojilerden çok farklı olduğu spontan yaralanmaları olan hastalarda faydalı olup olmadığını belirlemek için daha fazla çalışmaya ve daha fazla gelişmeye ihtiyaç vardır.

 


Cilt Hastalıkları ve Yara İyileşmeleri

Başarısız yara iyileşmesi genellikle çeşitli yetersiz hücresel ve moleküler mekanizmaların sonucudur. Genellikle hasta için rahatsızlığın devamında gelen kalıcı, kronik yaraya yol açar. Bu nedenle, şiddetli inflamasyon ve hiper-plastik yanıtlı kronik yaraların tedavisi için, MSC'ler, antiinflamatuar ve rejeneratif potansiyelleri nedeniyle uygun bir tedavi seçeneğiolabilir (244). Hayvan modellerinde yapılan birkaç çalışma, MSC tedavisinin keçi (245), koyun (246), at (247) ve köpeklerde (248) yara iyileşmesinde faydalı etkisini göstermiştir. Köpeklerde oluşturulan dairesel yaraları tedavi etmek için lokal olarak enjekte edilen MSC'den türetilen ECV kullanılarak önemli ölçüde iyileştirilmiş kutanöz yara iyileşmesi de sağlanmıştır (112). Hayvan modellerine ek olarak, kök hücre tedavisinin kullanıldığı çeşitli çalışmalarda doğal olarak oluşan yaralarda önemli bir iyileşme belgelenmiştir. Geleneksel tedavilere yanıt vermeyen, doğal olarak oluşan enfekte yaraları olan dört atta, lokal ve sistemik olarak periferik kan kök hücreleri enjekte edildi. Dört vakanın hepsinde, tedavininolumlu sonucu, yaranın merkezinde kabuk oluşumu ve küçük yara izleri olarak görüldü ve tedaviden sonraki 4 hafta içinde dokunun aşırı büyümesine yol açtı (36). Karboksimetilselüloz jeli kullanılarak heterolog Wharton jelinden türetilen MSC'nin tekrarlanan lokal uygulamasından sonra bir kısrakta iyileşmeyen cilt yarasının tam iyileşmesi de gözlendi. Yara 5 günde tamamen iyileşti (249).

MSC'ler yara iyileşmesinin yanı sıra köpeklerde en sık görülen deri hastalıklarından biri olan atopik dermatit tedavisinde de kullanılmıştır. Atopik dermatitli köpeklerde benzer sayıda IV uygulanan ADMSC kullanan iki çalışmanın çelişkili sonuçları bildirilmiştir. İlkinde, klinik belirtilerde veya kaşıntıda önemli bir iyileşme gözlenmedi (250). İkinci çalışma, geleneksel tedaviye yanıt vermeyen atopik dermatitli 22 köpeği içeriyordu. Kaşıntı, allojenik ADMSC'nin IV uygulamasından 1 hafta sonra ve cadesi-04 skorları 1 ay sonra önemli ölçüde azalmıştır. Klinik belirtilerin remisyonu en az 6 ay sürmüş ve hiçbir olumsuz yan etki gözlenmemiştir (251).

Hem laboratuvar hayvanlarında hem de klinik veteriner hastalarında yapılan birkaç çalışma, kök hücrelerin kronik yara iyileşmesini teşvik etmek için ilginç yeni terapi olabileceğini düşündürmektedir. Ancak diğer hastalıklarda olduğu gibi, çok sayıda soru yanıtsız kalmaktadır ve bu tür tedaviler genel klinik uygulamaya girmeden önce gelecekteki çalışmalarda ele alınması gerekecektir. Köpeklerde AD ile ilgili veriler çok sınırlıdır ve bu nedenle, gelecekte kök hücre tedavilerinin faydalı olup olmayacağını şu anda tahmin etmek imkansızdır.


Göz Hastalıkları

Oftalmolojide de kök hücre tedavisi araştırılmaktadır. Bazı göz hastalıkları, örneğin kornea ülseri, mevcut yöntemlerle tedavi edilemez durumdadır. Atlarda üç klinik kronik kornea ülseri vakası ve bir retina dekolmanı vakasının tedavisi için otolog periferik kan kök hücreleri kullanılmıştır ve hiçbiri geleneksel tedaviye yanıt vermemiştir. Hücreler ya IV olarak ya da lokal olarak oftalmik artere subkonjonktival enjeksiyonla ya da göz damlası formülasyonu şeklinde uygulanmıştır. Dört hasta da tedaviden sonra, epitel yüzeyinin restorasyonu ve inflamasyonda azalma ile önemli iyileşme göstermiştir (37). Otolog BMSC'nin subkonjonktival uygulaması ayrıca kornea berraklığının artması, bölgeninneovaskülarizasyonunun azalması ve yüzey düzensizliklerinin azalması olarak görülen 4 atın 3'ünde immün aracılı keratitin iyileşmesine yol açmıştır (252). MSC'nin immünomodülatör etkileri, atlarda tekrarlayan üveitin (ERU) seyrini potansiyel olarak değiştirebilir, çünkü ERU'lu atlardan CD4+ T hücreleri tarafından artan IFN-γ ekspresyonu, ADMSC ile in vitro inkübasyondan sonra azalır. CD4+ - T hücrelerinin aktivasyonunun, temasa bağlı mekanizma ve PGE2 sinyallemesi yoluyla azaldığı gösterilmiştir (253). Kedilerde, subkonjonktival olarak implante edilen allojenik ADMSC, çalışma boyunca FEK'in klinik belirtilerinde etkili bir azalma olarak görülen umut verici sonuçlar gösterdiğinden, kedi eozinofilik keratitinin (FEK) tedavisi için MSC tedavisi önerilmiştir (254). Köpeklerde, MSC tedavisininkeratokonjonktivit sicca (KCS) veya kuru göz hastalığının tedavisi için etkili bir terapötik alternatif olduğu gösterilmiştir. Her iki gözün gözyaşı bezi etrafına lokal olarak implante edilen allojenik ADMSC, bir çalışma süresi boyunca sürekli bir etki ile klinik belirtileri önemli ölçüde azaltmıştır (255). Benzer şekilde, Sgrignoli (256) tarafından yapılan çalışma,köpeklerde KCS belirteçleri CD4, IL-6, IL-1 ve TNF-α'nın ekspresyonunun, allojenik ADMSC'nin konjonktival keseye tekrarlanan topikal uygulamasından 6 ay sonra önemli ölçüde azaldığını göstermiştir.

Yayınlanmış çalışmalara dayanarak, MSC tedavisi rejeneratif göz tıbbında büyük bir umut vaat ediyor ve kornea ülserleri, immün aracılı ve eozinofilik keratit, tekrarlayan üveit ve kuru keratokonjonktivit gibi hayvanlarda çeşitli göz hastalıkları için yenilikçi çözümler sunuyor. Ancak MSC uygulamasının in vivo etkisini daha doğru bir şekilde değerlendirmek içinözellikle atlarda tekrarlayan üveit için ek kör prospektif çalışmalara ihtiyaç vardır. Göz terapilerinde kök hücrelerin rejeneratif etkileri ve spesifik hastalıkların karmaşıklığını ve ciddiyetini tam olarak anlamak için şüphesiz sürekli bilimsel araştırmalara ihtiyaç vardır, bu da kök hücre tedavisini kliniklere geçişini daha yakın hale getirmeye katkıda bulunacaktır.


Üreme Sistemi Hastalıkları

Birçok çalışma, hem çiftlik hayvanlarında ticari amaçlar için hem de insan tıbbında geçişi için doğurganlığın iyileştirilmesi için tedaviler bulmaya çalışıyor. Ancak yumurtalık içine BMSC enjeksiyonu ile doğurganlığı geri kazanma amacına ulaşılamamıştır ve yaşlı kısraklarda yumurtalık fonksiyonu iyileştirilememiştir veya restore edilememiştir (257).Benzer şekilde, aygırlarda allojenik BMSC'nin intratestiküler uygulamasından sonra sperm parametrelerinde veya doğurganlık oranlarında herhangi bir değişiklik gözlenmemiştir. Fakat prosedürün güvenliği en azından böyle bir yaklaşımın dejeneratif testis koşullarını tedavi etmek için teorik olarak kullanılabileceğini düşündürmektedir (258). İlginç bir şekilde, köpek spermleri, kriyoprezervasyon sırasında ADMSC'den türetilen ECV ile tedaviye duyarlı görünmektedir, çünkü ECV'lerin eklenmesi, çözülmüş semende ROS'un azalmasına neden olan hasarlı sperm sayısını azaltmıştır (259). Diğer inflamatuar durumların tedavisinden elde edilen sonuçlara dayanarak, üreme organlarının patolojilerinin de MSC tedavisine duyarlı olacağı umudu sürdürmektedir. Örneğin kısraklarda endometriozis, uterusun tedavi edilemezdejeneratif bir hastalıktır ve at endüstrisinde önemli ekonomik kayıplara neden olur (260). Uterus patolojilerinde MSC'lerin immünomodülatör özelliklerinden yararlanmak için endometriyal MSC'ler araştırılmış ve dişi domuzlardan (261), ineklerden (262), koyunlardan (263), keçilerden (264) ve kısraklardan (265) izole edilmiştir. Endometriozisli kısrakların rahmine MSC'lerin verilmesi, MSC'lerin intrauterin uygulamadan sonra 21 güne kadar uterusta kaldığını gösteren Mambelli (266) tarafından zaten önerilmiştir. Yine de endometrial MSC'nin potansiyel immünomodülatör ve antiinflamatuar özelliklerini ve endometriozis tedavisindeki potansiyellerini değerlendirmek için ek çalışmalara ihtiyaç vardır (260). MSC tedavisi, üreme sistemi patolojilerine ek olarak, çiftlik hayvanlarında mastitisin potansiyel tedavisi için de araştırılmış, ineklerde Staphylococcus aureus aracılı (267) mastitise karşı antiproliferatif etki ve keçi kronik mastitisinde onarıcı ve antifibrotik etki göstermiştir (268).

 


VETERİNERLİKTE KÖK HÜCRE TEDAVİLERİNİN GÜVENLİK VE MEVZUAT DURUMLARI

Avrupa İlaç Ajansı'nın (EMA) Veteriner Kullanımına Yönelik Tıbbi Ürünler Komitesi (CVMP), veteriner kullanımı için kök hücre bazlı ilaçlar için bazı temel yönergeler önermiştir. Malzemelerin tedarikinden bitmiş ürüne kadar tüm üretim süreci boyunca sıkı mikrobiyolojik izleme esastır. Köpeklerde ve atlarda allojenik MSC kullanımı arttığından, üreticiler, yetkililer ve kullanıcılar için artan sorular da giderek artmaktadır. Şu anda, belirli bir rehberlik mevcut değildir. Veteriner tıbbi ürünlerle ilgili yabancı ajanların güvenlik yönleri, immünolojik veteriner tıbbi ürünlerin üretimi ve kontrolüne ilişkin kılavuzlarda yer almaktadır. Bu kılavuzda, tıbbi ürünlerde bulunmaması gereken atlar ve köpekler için virüs ve bakterilerin bir listesi bulunmaktadır ve buna allojenik MSC ile de uyulmalıdır. Ayrıca, protozoa araştırmaları, hayvanın kökenine, kökenindeki yaygın epidemiyolojik duruma ve hayvan bağışçılarının seyahat geçmişine bağlı olarak köpekler ve atlar için uygun olabilir. Ayrıca, genel bir kılavuz olarak, hücre donörlerinin her zaman klinik olarak sağlıklı olmaları önerilir. Yeni doğan hayvanlardan veya plasenta dokularından alınan hücreler kullanılıyorsa, annelerin herhangi bir enfeksiyöz ajanın varlığı için test edilmesi tavsiye edilir. Bunun amacı hastalığa neden olan ajanların yokluğunu göstermektir. Anamnez ve klinik bilgiler kullanılarak donör taraması, spesifik hastalık ajanlarının varlığı için donör testi ve ürün (tedaviye hazır hücreler) testinin bir kombinasyonu uygulanmalıdır. Hücrelerin toplanması, seçilmesi, kültürü ve modifikasyonu için ihtiyaç duyulan biyolojik kökenli tüm materyaller ayrıca, potansiyel olarak zararlı ajanların yokluğu açısından açıkça belirtilmeli ve değerlendirilmelidir. Ayrıca, yabancı maddelerin varlığını azaltmak için aseptik üretim gereklidir (269). Avrupa Birliği içinde, veteriner hekimlikte kök hücre tedavileri ile ilgili şu anda merkezi bir mevzuat bulunmamaktadır, dolayısıyla şu anda her Avrupa Birliği üyesi devlet bu alanı bağımsız olarak düzenlemektedir.

Ancak, bunun yakın gelecekte EMA'nın rejeneratif veterinerlik için yönergeler ve yasal kurallar yayınlamasıyla değişmesi beklenmektedir. 2015 yılında ABD Gıda ve İlaç Dairesi (FDA), hayvanlarda hücre bazlı ürünlerin kullanımı için öneriler yayınladı. Buna göre, hastalıkların teşhisinde, hafifletilmesinde, tedavisinde veya önlenmesinde kullanılması amaçlanan hayvan kök hücre bazlı ürünler (ASCP) dahil olmak üzere hücre bazlı ürünler, yeni hayvan ilaçları olarak düzenlenir ve yasal olarak pazara sunulmadan önce gözden geçirilmesini gerekmektedir. Bu onay gereklilikleri, güvenlik, etkinlik ve üretim kalitesinin gösterilmesini içermektedir. Tümörijenite, immünojenisite, donör seçim kriterleri, enfeksiyöz ajanların iletimi, uzun vadeli güvenlik, hücre sağ kalımı, biyolojik dağılım ve ektopik doku oluşumunun değerlendirilmesi gerekmektedir (48). Gelecekte ek düzenleyici yönergeler beklenebilir. Bu yeni düzenlemelerin kök hücre denemelerinin ilerlemesini ve yeni tedavilerin geliştirilmesini önemli ölçüde etkileyip etkilemeyeceği belirsizdir (230). Ancak yenidüzenlemelerin hücre biyolojisinden klinik veterinerliğe kadar çeşitli alanlardan uzmanlar tarafından hazırlanmalı ve onaylanmalıdır. Şu anda, hiçbir hayvan hücresi bazlı tedavi FDA onaylı değildir. Veteriner rejeneratif tıbbın gelecek için büyük bir vaatte bulunduğunu göz önünde bulunduran FDA, kök hücre tedavisi üreticilerine/sağlayıcılarına iyi yürütülen, iyi kontrol edilen ve iyi tasarlanmış bilimsel çalışmalardan yüksek kaliteli veriler elde etmelerinde yardımcı olmak için Veteriner İnovasyon Programı veya VIP'yi kurmuşur (270).

 


ÖZET

Veteriner rejeneratif tıp, aktif bir araştırma alanıdır. Son yıllarda güvenli ve etkili kök hücre tedavilerinin geliştirilmesinde önemli ilerlemeler kaydedilmiştir. Özellikle köpeklerde ve atlarda ortopedik durumlar için MSC tedavilerinin kayda değer sonuçları bildirilmiştir. Ek olarak MSC tedavisinde FCGS, IBD ve yara iyileşmesi gibi diğer durumların tedavisinde de önemli ilerlemeler kaydedilmiştir. Birçok çalışmanın olumlu sonuçları, çeşitli hayvan hastalıkları için kök hücre tedavilerinin geleceği için büyük bir umut vaat etmektedir, ancak çok sayıda konunun ele alınması gerekmektedir. Bunlardan biri MSC izolasyonu için en uygun kaynaktır. Adipoz ve kemik iliği kaynaklı MSC, çalışmaların çoğunda, ancak çoğunlukla kolayca elde edilebilir ve üzerinde çalışılması kolay olduğu için kullanılmıştır. Bu nedenle, gelecekte farklı dokulardan alınan diğer kök hücrelerin bazı hastalıkların tedavisi için daha uygun olduğu ortaya çıkabilir.

Ayrıca, yaşın ve potansiyel olarak cinsiyetin MSC'nin tıbbi özellikleri üzerindeki etkisinin gelecekteki çalışmalarda belirlenmesi gerekecektir. Hastalığın ilerlemesi ile ilgili süre, hücrelerin dozajı ve MSC uygulama şekli de çalışmalar arasında büyük farklılıklar göstermektedir. Spesifik hastalıklar için optimal tedavi protokollerini önerecek standart protokoller mevcut değildir. MSC'lerin IV uygulaması, kısa canlılık süresi ve hücrelerin hızlı temizlenmesi ile ilgili bazı önerilere rağmen, çeşitli hayvan hastalıklarını tedavi etmek için sıklıkla kullanılmıştır. Ancak bazı çalışmalar, vücuttaki iyileşme immünomodülatör süreçlerinin, immün hücreler aracılığıyla apoptoz aracılı immünomodülasyon tarafından indüklendiğini ve bu durumun MSC'lerin etkisini uzatabilir olduğunu göstermektedir. Ayrıca IV uygulama sonrası MSC'nin akciğerde sıkışması da sistemik kök hücre tedavileri alanında önemli bir konudur. Akciğer sıkışmasını önlemek için diğer uygulama yollarının düşünülmesine rağmen, MSC'nin IV uygulanmasına esas alternatif, sistemik ECV uygulaması olabilir. Önceki çalışmalar, ECV'lerin akciğer sıkışmasını önleyecek oluşu ve MSC'nin IV uygulanmasının neden olduğu olası pulmoner emboliyi önleyecek oluşu umut vericidir, bu da hücresiz bir kök hücre tedavisi olabileceğini düşündürmektedir. Ancak ECV'lerin hem etkinliği hem de güvenliği hakkında daha fazla çalışmaya ihtiyaç vardır. Bir başka çözülmemiş soru, otolog veya allojenik hücrelerin kullanılmasıdır. Otolog hücreler kesinlikle daha güvenlidir, ancak kullanımları hayvan sahipleri için daha karmaşık ve pahalıdır. Sağlıklı donörlerden alınan allojenik hücreler bu nedenle olası bir alternatiftir, fakat immünojenisiteleri ve hücrelerin alıcısında bir bağışıklık tepkisini tetikleme potansiyelleri hakkında hala çözülmemiş sorular vardır. Veteriner rejeneratif tıpta son yıllardaki önemli gelişmelere rağmen, bu alan hala emekleme aşamasındadır ve klinik hastalarda kanıtlanmış, standartlaştırılmış tedaviler sunulmadan önce birçok soruyu çözmek için daha çok çalışmaya ihtiyaç vardır. Yeni rejeneratif terapiler yükselişte olduğu için heyecan verici zamanlarda yaşıyoruz. Bu alandaki sürekli araştırmaların bizi şu anda tedavi edilemeyen birçok hastalık için kök hücre tedavilerinin sadece bir olasılık değil hem veterinerlik hem de insan tıbbındaki hastalar için gerçekçi ve erişilebilir bir seçim olacağı noktaya götüreceğinden umutlu olabiliriz.


YAZAR KATKILARI

MBo ve NA makaleyi hazırladı. MVe ve GM taslağı düzenledi. Tüm yazarlar nihai yazıya katkıda bulunmuştur.

 


FİNANSMAN

MVo ve NA, Slovenya araştırma ajansından doktora burslarının alıcılarıdır. Sloven araştırma ajansından araştırma programı P4-0053.


REFERANSLAR

     1.Morrison SJ, Wandycz AM, Hemmati HD, Wright DE, Weissman IL. Identification of a lineage of multipotent hematopoietic progenitors. Development. (1997) 124:1929–39.

  1. Evans MJ, Kaufman MH. Establishment in culture of pluripotential cells from mouse embryos. Nature. (1981) 292:154–6. doi: 10.1038/292154a0

  2. Takahashi K, Yamanaka S. Induction of pluripotent stem cells from Mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell. (2006) 126:663–76. doi: 10.1016/j.cell.2006.07.024

     4.Wagers AJ,Weissman IL. Plasticity of adult stem cells. Cell. (2004) 116:639– 48. doi: 10.1016/S0092-8674(04)00208-9

  1. Martin GR. Isolation of a pluripotent cell line from early mouse embryos cultured in medium conditioned by teratocarcinoma stem cells. Proc Natl Acad Sci USA. (1981) 78:7634–8.

doi: 10.1073/pnas.78.12.7634

  1. Thomson JA,Marshall VS. Primate embryonic stem cells. Curr Top Dev Biol. (1998) 38:133–65.

doi: 10.1016/S0070-2153(08)60246-X

  1. Thomson JA, Itskovitz-Eldor J, Shapiro SS, Waknitz MA, Swiergiel JJ, Marshall VS, et al. Embryonic stemcell lines derived fromhuman blastocysts. Science. (1998) 282:1145–7.

doi: 10.1126/science.282.5391.1145

  1. Caplan AI. Mesenchymal stem cells. J Orthop Res. (1991) 9:641– 50. doi: 10.1002/jor.1100090504

  2. Friedenstein AJ, Petrakova KV, Kurolesova AI, Frolova GP. Heterotopic of bone marrow. Analysis of precursor cells for osteogenic and hematopoietic tissues. Transplantation. (1968) 6:230–47.

doi: 10.1097/00007890-196803000-00009

  1. Dennis JE, Merriam A, Awadallah A, Yoo JU, Johnstone B, Caplan AI. A quadripotential mesenchymal progenitor cell isolated from the marrow of an adult mouse. J Bone Miner Res. (1999) 14:700–9. doi: 10.1359/jbmr.1999.14.5.700

  2. Miyahara Y, Nagaya N, Kataoka M, Yanagawa B, Tanaka K, Hao H, et al. Monolayered mesenchymal stem cells repair scarred myocardium after myocardial infarction. Nat Med. (2006) 12:459–65. doi: 10.1038/nm1391

  3. Quinn C, Flake AW. In vivo differentiation potential of mesenchymal stem cells: prenatal and postnatal model systems. Transfus Med Hemother. (2008) 35:239–47. doi: 10.1159/000129129

  4. Niess H, Thomas MN, Schiergens TS, Kleespies A, Jauch KW, Bruns C, et al. Genetic engineering of mesenchymal stromal cells for cancer therapy: turning partners in crime into Trojan horses. Innov Surg Sci. (2016) 1:19– 32. doi: 10.1515/iss-2016-0005

  5. Caplan AI. Mesenchymal stem cells: time to change the name! stem cells. Transl Med. (2017). 6:1445–51. doi: 10.1002/sctm.17-0051

  6. Dominici M, Le Blanc K, Mueller I, Slaper-Cortenbach I, Marini F, Krause D, et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The international society for cellular therapy position statement. Cytotherapy. (2006) 8:315–7. doi: 10.1080/14653240600855905

  7. Sasaki A, Mizuno M, Ozeki N, Katano H, Otabe K, Tsuji K, et al. Canine mesenchymal stem cells from synovium have a higher chondrogenic potential than those from infrapatellar

fat pad, adipose tissue, and bone marrow. PLoS ONE. (2018) 13:e0202922. doi: 10.1371/journal.pone.0202922

  1. Bearden RN, Huggins SS, Cummings KJ, Smith R, Gregory CA, Saunders WB. In-vitro characterization of canine multipotent stromal cells isolated from synovium, bone marrow, and adipose tissue: a donor-matched comparative study. Stem Cell Res Ther. (2017) 8:218.

doi: 10.1186/s13287-017-0639-6

  1. Zhang S, Zhao C, Liu S, Wang Y, Zhao Y, Guan W, et al. Characteristics and multilineage differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells derived from the Tibetan mastiff. Mol Med Rep. (2018) 18:2097– 109. doi: 10.3892/mmr.2018.9172

  2. Kang BJ, Ryu HH, Park SS, Koyama Y, Kikuchi M, Woo HM, et al. Comparing the osteogenic potential of canine mesenchymal stem cells derived from adipose tissues, bone marrow, umbilical cord blood, and Wharton’s Jelly for treating bone defects. J Vet Sci. (2012) 13:299– 310. doi: 10.4142/jvs.2012.13.3.299

  3. Radtke CL, Nino-Fong R, Esparza Gonzalez BP, Stryhn H, McDuffee LA. Characterization and osteogenic potential of equine muscle tissue- and periosteal tissue- derived mesenchymal stem cells in comparison with bone marrow- and adipose tissue-derived mesenchymal stem cells. Am J Vet Res. (2013) 74:790–800. doi: 10.2460/ajvr.74.5.790

  4. Arevalo-Turrubiarte M, Olmeo C, Accornero P, Baratta M, Martignani E. Analysis of mesenchymal cells (MSCs) frombone marrow, synovial fluid and mesenteric, neck and tail adipose tissue sources from equines. Stem Cell Res. (2019) 37:101442. doi: 10.1016/j.scr.2019.101442

  5. Martin DR, Cox NR, Hathcock TL, Niemeyer GP, Baker HJ. Isolation and characterization of multipotential mesenchymal stem cells from feline bone marrow. Exp Hematol. (2002) 30:879–86. doi: 10.1016/S0301-472X(02)00864-0

  6. Webb TL, Quimby JM, Dow SW. In vitro comparison of feline bone marrowderived and adipose tissue-derived mesenchymal stem cells. J Feline Med Surg. (2012) 14:165–8.

doi: 10.1177/1098612X11429224

  1. Lee BY, Li Q, SongWJ, Chae HK, Kweon K, Ahn JO, et al. Altered properties of feline adipose-derived mesenchymal stem cells during continuous in vitro cultivation. J Vet Med Sci. (2018)

80:930 8. doi: 10.1292/jvms.17-0563

  1. Krawetz RJ, Wu YE, Martin L, Rattner JB, Matyas JR, Hart DA. Synovial fluid progenitors expressing CD90+ from normal but not osteoarthritic joints undergo chondrogenic differentiation without micro-mass culture. PLoS ONE. (2012) 7:e43616. doi: 10.1371/journal.pone.0043616

  2. Prado AA, Favaron PO, da Silva LC, Baccarin RY, Miglino MA, Maria DA. Characterization of mesenchymal stem cells derived from the equine synovial fluid and membrane. BMC Vet Res. (2015) 11:281. doi: 10.1186/s12917-015-0531-5

  3. Zhang BY, Wang BY, Li SC, Luo DZ, Zhan X, Chen SF, et al. Evaluation of the curative effect of umbilical cord mesenchymal stem cell therapy for knee arthritis in dogs using imaging technology. Stem Cells Int. (2018) 2018:1983025. doi: 10.1155/2018/1983025

  4. Denys M, Leon A, Robert C, Saulnier N, Josson-Schramme A, Legrand L, et al. Biosafety evaluation of equine umbilical cord-derived mesenchymal stromal cells (UC-MSCs) by systematic pathogen screening in peripheral maternal blood and paired UC-MSCs. Biopreserv Biobank. (2020) 18:73– 81. doi: 10.1089/bio.2019.0071

  5. Carrade DD, Affolter VK, Outerbridge CA, Watson JL, Galuppo LD, Buerchler S, et al. Intradermal injections of equine allogeneic umbilical cord-derived mesenchymal stem cells are well tolerated and do not elicit immediate or delayed hypersensitivity reactions. Cytotherapy. (2011) 13:1180–92. doi: 10.3109/14653249.2011.602338

  6. Koch TG, Heerkens T, Thomsen PD, Betts DH. Isolation of mesenchymal stem cells from equine umbilical cord blood. BMC Biotechnol. (2007) 7:26. doi: 10.1186/1472-6750-7-26

  7. Carrade DD, Owens SD, Galuppo LD, VidalMA, Ferraro GL, Librach F, et al. Clinicopathologic findings following intra-articular injection of autologous and allogeneic placentally derived equine mesenchymal stem cells in horses. Cytotherapy. (2011) 13:419–30.

doi: 10.3109/14653249.2010.536213

  1. Kisiel AH, McDuffee LA, Masaoud E, Bailey TR, Esparza Gonzalez BP, Nino-Fong R. Isolation, characterization, and in vitro proliferation of canine mesenchymal stem cells derived from bone marrow, adipose tissue, muscle, and periosteum. Am J Vet Res. (2012) 73:1305–17.

doi: 10.2460/ajvr.73.8.1305

  1. MensingN,Gasse H,HambruchN,Haeger JD, Pfarrer C, Staszyk C. Isolation and characterization of multipotent mesenchymal stromal cells from the gingiva and the periodontal ligament of the horse. BMC Vet Res. (2011) 7:42. doi: 10.1186/1746-6148-7-42

  2. Sato K, Yamawaki-Ogata A, Kanemoto I, Usui A, Narita Y. Isolation and characterisation of peripheral blood-derived feline mesenchymal stem cells. Vet J. (2016) 216:183–8.

doi: 10.1016/j.tvjl.2016.08.009

  1. Longhini ALF, Salazar TE, Vieira C, Trinh T, Duan Y, Pay LM, et al. Peripheral blood- derived mesenchymal stem cells demonstrate immunomodulatory potential for therapeutic use in horses. PLoS ONE. (2019) 14:e0212642. doi: 10.1371/journal.pone.0212642

  2. Spaas JH, Broeckx S, Van de Walle GR, Polettini M. The effects of equine peripheral blood stemcells on cutaneous wound healing: a clinical evaluation in four horses. Clin Exp Dermatol. (2013) 38:280–4. doi: 10.1111/ced.12068

  3. Marfe G, Massaro-Giordano M, Ranalli M, Cozzoli E, Di Stefano C, Malafoglia V, et al. Blood derived stem cells: an ameliorative therapy in veterinary ophthalmology. J Cell Physiol. (2012) 227:1250– 6. doi: 10.1002/jcp.22953

  4. Rink BE, Amilon KR, Esteves CL, French HM, Watson E, Aurich C, et al. Isolation and characterization of equine endometrial mesenchymal stromal cells. Stem Cell Res Ther. (2017) 8:166. doi: 10.1186/s13287-017-0616-0

  5. da Silva Meirelles L, Chagastelles PC, Nardi NB. Mesenchymal stem cells reside in virtually all post-natal organs and tissues. J Cell Sci. (2006) 119(Pt 11):2204–13. doi: 10.1242/jcs.02932

  6. Russell KA, Chow NH, Dukoff D, Gibson TW, LaMarre J, Betts DH, et al. Characterization and immunomodulatory effects of canine adipose tissue- and bone marrow- derived mesenchymal stromal cells. PLoS ONE. (2016) 11:e0167442. doi: 10.1371/journal.pone.01 67442

  7. Villatoro AJ, Alcoholado C, Martin-Astorga MC, Fernandez V, Cifuentes M, Becerra J. Comparative analysis and characterization of soluble factors and exosomes from cultured adipose tissue and bone marrow mesenchymal stem cells in canine species. Vet Immunol Immunopathol. (2019) 208:6– 15. doi: 10.1016/j.vetimm.2018.12.003

  8. Vidal MA, Robinson SO, Lopez MJ, Paulsen DB, Borkhsenious O, Johnson JR, et al. Comparison of chondrogenic potential in equine mesenchymal stromal cells derived from adipose tissue and bone marrow. Vet Surg. (2008) 37:713–24. doi: 10.1111/j.1532- 950X.2008.00462.x

  9. Fideles SOM, Ortiz AC, Assis AF, Duarte MJ, Oliveira FS, Passos GA, et al. Effect of cell source and osteoblast differentiation on gene expression profiles of mesenchymal stem cells derived from bone marrow or adipose tissue. J Cell Biochem. (2019) 120: 11842–52. doi: 10.1002/jcb.28463

  10. Guercio A, Di Bella S, Casella S, Di Marco P, Russo C, Piccione G. Canine mesenchymal stem cells (MSCs): characterization in relation to donor age and adipose tissue-harvesting site. Cell Biol Int. (2013) 37:789–98. doi: 10.1002/cbin.10090

  11. Yaneselli KM, Kuhl CP, Terraciano PB, de Oliveira FS, Pizzato SB, Pazza K, et al. Comparison of the characteristics of canine adipose tissue-derived mesenchymal stemcells extracted fromdifferent sites and at different passage numbers. J Vet Sci. (2018) 19:13–20. doi: 10.4142/jvs.2018.19.1.13

  12. Bahamondes F, Flores E, Cattaneo G, Bruna F, Conget P. Omental adipose tissue is a more suitable source of canine mesenchymal stem cells. BMC Vet Res. (2017) 13:166.

doi: 10.1186/s12917 017-1053-0

  1. Boxall SA, Jones E. Markers for characterization of bone marrow multipotential stromal cells. Stem Cells Int. (2012) 2012:975871. doi: 10.1155/2012/975871

  2. FDA. CVM GFI #218 Cell-Based Products for Animal Use. (2015). Available online at: https://www.fda.gov/media/88925/download (accessed February 15, 2020).

  3. Sancak IG, Ozen, A. Bayraktaroglu AG, Ceylan A, Can, P. Characterization of mesenchymal stem cells isolated from the adipose tissue of young and old dogs. Veteriner Fakültesi dergisi. (2016) 63:297–302. doi: 10.1501/Vetfak_0000002743

  4. Zajic B,Webb LT,Webb P, CoyWJ, QuimbyMJ. Comparison of proliferative and immunomodulatory potential of adipose-derived mesenchymal stem cells from young and geriatric cats. J Feline Med Surg. (2017) 19:1096– 102. doi: 10.1177/1098612X16680703

  5. Taguchi T, Borjesson DL, Osmond C, Griffon DJ. Influence of donor’s age on immunomodulatory properties of canine adipose tissue-derived mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev. (2019) 28:1562–71. doi: 10.1089/scd.2019.0118

  6. Iohara K, Murakami M, Nakata K, Nakashima M. Age-dependent decline in dental pulp regeneration after pulpectomy in dogs. Exp Gerontol. (2014) 52:39–45. doi: 10.1016/j.exger.2014.01.020

  7. Lee J, Lee KS, Kim CL, Byeon JS, Gu NY, Cho IS, et al. Effect of donor age on the proliferation and multipotency of canine adipose-derived mesenchymal stem cells. J Vet Sci. (2017) 18:141–8. doi: 10.4142/jvs.2017.18.2.141

  8. Marycz K, Kornicka K, Maredziak M, Golonka P, Nicpon J. Equine metabolic syndrome impairs adipose stem cells osteogenic differentiation by predominance of autophagy over selective mitophagy. J CellMolMed. (2016) 20:2384–404. doi: 10.1111/jcmm.12932

  9. Wieczorek M, Abualrous ET, Sticht J, Alvaro-Benito M, Stolzenberg S, Noe F, et al. Major histocompatibility complex (MHC) class I and MHC class II proteins: conformational plasticity in antigen presentation. Front Immunol. (2017) 8:292. doi: 10.3389/fimmu.2017.00292

  10. Schnabel LV, Pezzanite LM, Antczak DF, Felippe JB, Fortier LA. Equine bone marrow- derived mesenchymal stromal cells are heterogeneous inMHC class II expression and capable of inciting an immune response in vitro. Stem Cell Res Ther. (2014) 5:13. doi: 10.1186/scrt402

  11. Berglund AK, Schnabel LV. Allogeneic major histocompatibility complexmismatched equine bone marrow-derived mesenchymal stem cells are targeted for death by cytotoxic anti- major histocompatibility complex antibodies. Equine Vet J. (2017) 49:539–44. doi: 10.1111/ evj.12647

  12. Oliveira RL, Chagastelles PC, Sesterheim P, Pranke P. In vivo immunogenic response to allogeneic mesenchymal stem cells and the role of preactivated mesenchymal stem cells cotransplanted with allogeneic islets. Stem Cells Int. (2017) 2017:9824698. doi: 10.1155/2017/9824698

  13. Ryan AE, Lohan P, O’Flynn L, Treacy O, Chen X, Coleman C, et al. Chondrogenic differentiation increases antidonor immune response to allogeneic mesenchymal stem cell transplantation.

  14. Joswig AJ, Mitchell A, Cummings KJ, Levine GJ, Gregory CA, Smith R, et al. Repeated intra-articular injection of allogeneic mesenchymal stem cells causes an adverse response compared to autologous cells in the equine model. Stem Cell Res Ther. (2017) 8:42. doi: 10.1186/s13287-017-0503-8

  15. Pezzanite LM, Fortier LA, Antczak DF, Cassano JM, Brosnahan MM, Miller D, et al. Equine allogeneic bone marrow-derived mesenchymal stromal cells elicit antibody responses in vivo. Stem Cell Res Ther. (2015) 6:54. doi: 10.1186/s13287-015-0053-x

  16. Ursini TL, Amelse LL, Elkhenany HA, Odoi A, Carter-Arnold JL, Adair HS, et al. Retrospective analysis of local injection site adverse reactions associated with 230 allogenic administrations of bone marrow-derived mesenchymal stem cells in 164 horses. Equine Vet J. (2019) 51:198– 205.

doi: 10.1111/evj.12992

  1. Cabon Q, Febre M, Gomez N, Cachon T, Pillard P, Carozzo C, et al. Long-term safety and efficacy of single or repeated intra-articular injection of allogeneic neonatal mesenchymal stromal cells for managing pain and lameness in moderate to severe canine osteoarthritis without antiinflammatory pharmacological support: pilot clinical study. Front Vet Sci. (2019) 6:10. doi: 10.3389/fvets.2019.00010

  2. Bertoni L, Branly T, Jacquet S, Desance M, Desquilbet L, Rivory P, et al. Intra-articular injection of 2 different dosages of autologous and allogeneic bone marrow- and umbilical cord-derived mesenchymal stem cells triggers a variable inflammatory response of the fetlock joint on 12 sound experimental horses. Stem Cells Int. (2019) 2019:9431894. doi: 10.1155/2019/9431894

  3. Magri C, Schramme M, Febre M, Cauvin E, Labadie F, Saulnier N, et al. Comparison of efficacy and safety of single versus repeated intraarticular injection of allogeneic neonatal mesenchymal stem cells for treatment of osteoarthritis of the metacarpophalangeal/metatarsophalangeal joint in horses: a clinical pilot study. PLoS ONE. (2019) 14:e0221317. doi: 10.1371/journal.pone.0221317

  4. Menard C, Dulong J, Roulois D, Hebraud B, Verdiere L, Pangault C, et al. Integrated transcriptomic, phenotypic, and functional study reveals tissuespecific immune properties of mesenchymal stromal cells. Stem Cells. (2019) 38:146–59. doi: 10.1002/stem.3077

  5. Souza-Moreira L, Soares VC, Dias S, Bozza PT. Adipose-derived mesenchymal stromal cells modulate lipid metabolism and lipid droplet biogenesis via AKT/mTOR -PPAR signalling in macrophages. Sci Rep. (2019) 9:20304. doi: 10.1038/s41598-019-56835-8

  6. Gao WX, Sun YQ, Shi J, Li CL, Fang SB, Wang D, et al. Effects of mesenchymal stem cells from human induced pluripotent stem cells on differentiation, maturation, and function of dendritic cells. Stem Cell Res Ther. (2017) 8:48. doi: 10.1186/s13287-017-0499-0

  7. Laing AG, Fanelli G, Ramirez-Valdez A, Lechler RI, Lombardi G, Sharpe PT. Mesenchymal stem cells inhibit T-cell function through conserved induction of cellular stress. PLoS ONE. (2019) 14:e0213170. doi: 10.1371/journal.pone.0213170

  8. Luk F, Carreras-Planella L, Korevaar SS, de Witte SFH, Borras FE, Betjes MGH, et al. Inflammatory conditions dictate the effect of mesenchymal stem or stromal cells on B cell function. Front Immunol. (2017) 8:1042. doi: 10.3389/fimmu.2017.01042

  9. Spaggiari GM, Capobianco A, Becchetti S, Mingari MC, Moretta L. Mesenchymal stem cell-natural killer cell interactions: evidence that activated NK cells are capable of killing MSCs, whereas MSCs can inhibit IL-2-induced NK-cell proliferation. Blood. (2006) 107:1484– 90.

doi: 10.1182/blood-2005-07-2775

  1. Blobe GC, Schiemann WP, Lodish HF. Role of transforming growth factor beta in human disease. N Engl J Med. (2000) 342:1350–8. doi: 10.1056/NEJM200005043421807

  2. Deng M, Mei T, Hou T, Luo K, Luo F, Yang A, et al. TGF 3 recruits endogenous mesenchymal stem cells to initiate bone regeneration. Stem Cell Res Ther. (2017) 8:258.

doi: 10.1186/s13287-017-0693-0

  1. Dubon MJ, Yu J, Choi S, Park KS. Transforming growth factor beta induces bone marrow mesenchymal stemcell migration via noncanonical signals and N-cadherin. J Cell Physiol. (2018) 233:201–13. doi: 10.1002/jcp.25863

  2. Liu F, Qiu H, Xue M, Zhang S, Zhang X, Xu J, et al. MSCsecreted TGF- regulates lipopolysaccharide-stimulated macrophage M2- like polarization via the Akt/FoxO1 pathway. Stem Cell Res Ther. (2019) 10:345. doi: 10.1186/s13287-019-1447-y

  3. Wu R, Liu C, Deng X, Chen L, Hao S,Ma L. Enhanced alleviation of aGVHD by TGF-1- modified mesenchymal stemcells in mice through shiftingMPhi intoM2 phenotype and promoting the differentiation of Treg cells. J CellMol Med. (2020) 24:1684–99. doi: 10.1111/jcmm.14862

  4. Gazdic M, Markovic BS, Arsenijevic A, Jovicic N, Acovic A, Harrell CR, et al. Crosstalk between mesenchymal stem cells and T regulatory cells is crucially important for the attenuation of acute liver injury. Liver Transpl. (2018) 24:687–702. doi: 10.1002/lt.25049

  5. Schmidt A, Zhang XM, Joshi RN, Iqbal S, Wahlund C, Gabrielsson S, et al. Human macrophages induce CD4(+)Foxp3(+) regulatory T cells via binding and re-release of TGF- . Immunol Cell Biol. (2016) 94:747– 62. doi: 10.1038/icb.2016.34

  6. Melief SM, Schrama E, BrugmanMH, TiemessenMM, HoogduijnMJ, Fibbe WE, et al.Multipotent stromal cells induce human regulatory T cells through a novel pathway involving skewing of monocytes toward anti-inflammatory macrophages. Stem Cells. (2013) 31:1980–91. doi: 10.1002/stem.1432

  7. Franquesa M, Mensah FK, Huizinga R, Strini T, Boon L, Lombardo E, et al. Human adipose tissue-derived mesenchymal stemcells abrogate plasmablast formation and induce regulatory B cells independently of T helper cells. Stem Cells. (2015) 33:880–91. doi: 10.1002/stem.1881

  8. Fallarino F, Grohmann U, You S, McGrath BC, Cavener DR, Vacca C, et al. The combined effects of tryptophan starvation and tryptophan catabolites down-regulate T cell receptor zeta-chain and induce a regulatory phenotype in naive T cells. J Immunol. (2006) 176:6752– 61. doi: 10.4049/jimmunol.176.11.6752

  9. Spaggiari GM, Capobianco A, Abdelrazik H, Becchetti F, Mingari MC, Moretta L. Mesenchymal stem cells inhibit natural killercell proliferation, cytotoxicity, and cytokine production: role of indoleamine 2,3-dioxygenase and prostaglandin E2. Blood. (2008) 111:1327–33. doi: 10.1182/blood-2007-02-074997

  10. Francois M, Romieu-Mourez R, Li M, Galipeau J. Human MSC suppression correlates with cytokine induction of indoleamine 2,3-dioxygenase and bystander M2 macrophage differentiation. Mol Ther. (2012) 20:187– 95. doi: 10.1038/mt.2011.189

  11. Kalinski P. Regulation of immune responses by prostaglandin E2. J Immunol. (2012) 188:21–8. doi: 10.4049/jimmunol.1101029

  12. Jin L, Deng Z, Zhang J, Yang C, Liu J, Han W, et al. Mesenchymal stem cells promote type 2 macrophage polarization to ameliorate the myocardial injury caused by diabetic cardiomyopathy. J Transl Med. (2019) 17:251. doi: 10.1186/s12967-019-1999-8

  13. Zhang Z, Huang S,Wu S, Qi J, LiW, Liu S, et al. Clearance of apoptotic cells by mesenchymal stem cells contributes to immunosuppression via PGE2. EBioMedicine. (2019) 45:341–50. doi: 10.1016/j.ebiom.2019.06.016

  14. de Vries JE. Immunosuppressive and anti-inflammatory properties of interleukin 10. Ann Med. (1995) 27:537– 41. doi: 10.3109/07853899509002465

  15. Couper KN, Blount DG, Riley EM. IL-10: the master regülatör of immunity to infection. J Immunol. (2008) 180:5771– 7. doi: 10.4049/jimmunol.180.9.5771

  16. Najar M, Raicevic G, Fayyad-Kazan H, De Bruyn C, Bron D, Toungouz M, et al. Bone marrow mesenchymal stromal cells induce proliferative, cytokinic and molecular changes during the T cell response: the importance of the IL-10/CD210 axis. Stem Cell Rev Rep. (2015) 11:442– 52. doi: 10.1007/s12015-014-9567-3

  17. Day AJ, Milner CM. TSG-6: a multifunctional protein with antiinflammatory and tissue- protective properties. Matrix Biol. (2019) 78–9:60– 83. doi: 10.1016/j.matbio.2018.01.011

  18. Romano B, Elangovan S, Erreni M, Sala E, Petti L, Kunderfranco P, et al. TNF-stimulated gene-6 is a key regulator in switching stemness and biological properties of mesenchymal stem cells. Stem Cells. (2019) 37:973– 87. doi: 10.1002/stem.3010

  19. An JH, Li Q, Bhang DH, Song WJ, Youn HY. TNF- and INF- primed canine stem cell- derived extracellular vesicles alleviate experimental murine colitis. Sci Rep. (2020) 10:2115. doi: 10.1038/s41598-020-58909-4

  20. Song WJ, Li Q, Ryu MO, Ahn JO, Bhang DH, Jung YC, et al. TSG-6 released from intraperitoneally injected canine adipose tissuederived mesenchymal stem cells ameliorate inflammatory bowel disease by inducing M2 macrophage switch in mice. Stem Cell Res Ther. (2018) 9:91. doi: 10.1186/s13287-018-0841-1

  21. Wang S, Lee JS, Hyun J, Kim J, Kim SU, Cha HJ, et al. Tumor necrosis factorinducible gene 6 promotes liver regeneration in mice with acute liver injury. Stem Cell Res Ther. (2015) 6:20. doi: 10.1186/s13287-015-0019-z

  22. Um S, Kim HY, Lee JH, Song IS, Seo BM. TSG-6 secreted by mesenchymal stem cells suppresses immune reactions influenced by BMP-2 through p38 and MEK mitogen-activated protein kinase pathway. Cell Tissue Res. (2017) 368:551–61. doi: 10.1007/s00441-017-2581- 4

  23. Abels ER, Breakefield XO. Introduction to extracellular vesicles: biogenesis, RNA cargo selection, content, release, and uptake. CellMol Neurobiol. (2016) 36:301–12. doi: 10.1007/s10571-016-0366-z

  24. Jung JW, Kwon M, Choi JC, Shin JW, Park IW, Choi BW, et al. Familial occurrence of pulmonary embolism after intravenous, adipose tissue-derived stem cell therapy. Yonsei Med J. (2013) 54:1293–6. doi: 10.3349/ymj.2013.54.5.1293

  25. Makela T, Takalo R, Arvola O, Haapanen H, Yannopoulos F, Blanco R, et al. Safety and biodistribution study of bone marrow-derived mesenchymal stromal cells and mononuclear cells and the impact of the administration route in an intact porcine model. Cytotherapy. (2015) 17:392– 402. doi: 10.1016/j.jcyt.2014.12.004

  26. Kalra H, Drummen GP, Mathivanan S. Focus on extracellular vesicles: introducing the next small big thing. Int J Mol Sci. (2016) 17:170. doi: 10.3390/ijms17020170

  27. Lai RC, Tan SS, Yeo RW, Choo AB, Reiner AT, Su Y, et al. MSC secretes at least 3 EV types each with a unique permutation of membrane lipid, protein and RNA. J Extracell Vesicles. (2016) 5:29828. doi: 10.3402/jev.v5.29828

  28. Hyvarinen K, Holopainen M, Skirdenko V, Ruhanen H, Lehenkari P, KorhonenM, et al.Mesenchymal stromal cells and their extracellular vesicles enhance the anti-inflammatory phenotype of regulatory macrophages by downregulating the production of interleukin (IL)- 23 and IL-22. Front Immunol. (2018) 9:771. doi: 10.3389/fimmu.2018.00771

  29. Crain SK, Robinson SR, Thane KE, Davis AM, Meola DM, Barton BA, et al. Extracellular vesicles from Wharton’s Jelly mesenchymal stem cells suppress CD4 expressing T cells through transforming growth factor beta and adenosine signaling in a canine model. Stem Cells Dev. (2019) 28:212– 26. doi: 10.1089/scd.2018.0097

  30. Park KS, Svennerholm K, Shelke GV, Bandeira E, Lasser C, Jang SC, et al. Mesenchymal stromal cell-derived nanovesicles ameliorate bacterial outer membrane vesicle- induced sepsis via IL-10. Stem Cell Res Ther. (2019) 10:231. doi: 10.1186/s13287-019-1352- 4

  31. Khatri M, Richardson LA, Meulia T. Mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles attenuate influenza virus-induced acute lung injury in a pig model. Stem Cell Res Ther. (2018) 9:17. doi: 10.1186/s13287-018-0774-8

  32. Eirin A, Zhu XY, Puranik AS, Tang H, McGurren KA, van Wijnen AJ, et al. Mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles attenuate kidney inflammation. Kidney Int. (2017) 92:114–24. doi: 10.1016/j.kint.2016. 12.023

  33. Haga H, Yan IK, Takahashi K, Matsuda A, Patel T. Extracellular vesicles from bone marrow-derived mesenchymal stem cells improve survival from lethal hepatic failure in mice. Stem Cells Transl Med. (2017) 6:1262– 72. doi: 10.1002/sctm.16-0226

  34. Cosenza S, Ruiz M, Toupet K, Jorgensen C, Noel D. Mesenchymal stem cells derived exosomes and microparticles protect cartilage and bone from degradation in osteoarthritis. Sci Rep. (2017) 7:16214. doi: 10.1038/s41598-017-15376-8

  35. Ruppert KA, Nguyen TT, Prabhakara KS, Toledano Furman NE, Srivastava AK, Harting MT, et al. Human mesenchymal stromal cellderived extracellular vesicles modify microglial response and improve clinical outcomes in experimental spinal cord injury. Sci Rep. (2018) 8:480. doi: 10.1038/s41598-017-18867-w

  36. Deng M, Xiao H, Zhang H, Peng H, Yuan H, Xu Y, et al. Mesenchymal stem cell- derived extracellular vesicles ameliorates hippocampal synaptic impairment after transient global ischemia. Front Cell Neurosci. (2017) 11:205. doi: 10.3389/fncel.2017.00205

  37. Liu L, Jin X, Hu CF, Li R, Zhou Z, Shen CX. Exosomes derived from mesenchymal stem cells rescue myocardial ischaemia/reperfusion injury by inducing cardiomyocyte autophagy via AMPK and Akt pathways. Cell Physiol Biochem. (2017) 43:52–68. doi: 10.1159/000480317

  38. Kornicka-Garbowska K, Pedziwiatr R, Wozniak P, Kucharczyk K, Marycz K. Microvesicles isolated from 5-azacytidine-and-resveratroltreated mesenchymal stem cells for the treatment of suspensory ligament injury in horse-a case report. Stem Cell Res Ther. (2019) 10:394. doi: 10.1186/s13287-019-1469-5

  39. El-Tookhy OS, Shamaa AA, Shehab GG, Abdallah AN, Azzam OM. Histological evaluation of experimentally induced critical size defect skin wounds using exosomal solution of mesenchymal stem cells derived microvesicles. Int J Stem Cells. (2017) 10:144–53. doi: 10.15283/ijsc17043

  40. Fu QL, Chow YY, Sun SJ, Zeng QX, Li HB, Shi JB, et al. Mesenchymal stem cells derived from human induced pluripotent stem cells modulate T-cell phenotypes in allergic rhinitis. Allergy. (2012) 67:1215–22. doi: 10.1111/j.1398-9995.2012.02875.x

  41. Luk F, deWitte SF, Korevaar SS, Roemeling-van RhijnM, FranquesaM, Strini T, et al. Inactivated mesenchymal stem cells maintain immunomodulatory capacity. Stem Cells Dev. (2016) 25:1342–54. doi: 10.1089/scd.2016.0068

  42. Tan SS, Yin Y, Lee T, Lai RC, Yeo RW, Zhang B, et al. Therapeutic MSC exosomes are derived fromlipid raft microdomains in the plasma membrane. J Extracell Vesicles. (2013) 2:22614. doi: 10.3402/jev.v2i0.22614

  43. Toh WS, Zhang B, Lai RC, Lim SK. Immune regulatory targets of mesenchymal stromal cell exosomes/small extracellular vesicles in tissue regeneration. Cytotherapy. (2018) 20:1419– 26. doi: 10.1016/j.jcyt.2018.09.008

  44. Reiner AT, Witwer KW, van Balkom BWM, de Beer J, Brodie C, Corteling RL, et al. Concise review: developing best-practice models for the therapeutic use of extracellular vesicles. Stem Cells Transl Med. (2017) 6:1730– 9. doi: 10.1002/sctm.17-0055

  45. Thery C, Witwer KW, Aikawa E, Alcaraz MJ, Anderson JD, Andriantsitohaina R, et al. Minimal information for studies of extracellular vesicles 2018. (MISEV2018): a position statement of the International Society for Extracellular Vesicles and update of the MISEV2014 guidelines. J Extracell Vesicles. (2018). 7:1535750. doi: 10.1080/20013078.2018.1461450

  46. Elliott MR, Koster KM, Murphy PS. Efferocytosis signaling in the regulation of macrophage inflammatory responses. J Immunol. (2017) 198:1387– 94. doi: 10.4049/jimmunol.1601520

  47. Galleu A, Riffo-Vasquez Y, Trento C, Lomas C, Dolcetti L, Cheung TS, et al. Apoptosis in mesenchymal stromal cells induces in vivo recipient-mediated immunomodulation. Sci Transl Med. (2017) 9:eaam7828. doi: 10.1126/scitranslmed.aam7828

  48. Cheung TS, Galleu A, von Bonin M, Bornhauser M, Dazzi F. Apoptotic mesenchymal stromal cells induce prostaglandin E2 in monocytes: implications for the monitoring of mesenchymal stromal cell activity. Haematologica. (2019) 104:e438–41. doi: 10.3324/haematol.2018.214767

  49. deWitte SFH, Luk F, Sierra Parraga JM, GargeshaM,Merino A, Korevaar SS, et al. Immunomodulation by therapeutic mesenchymal stromal cells (MSC) is triggered through phagocytosis of MSC by monocytic cells. Stem Cells. (2018) 36:602–15. doi: 10.1002/stem.2779

  50. Spees JL, Olson SD, Whitney MJ, Prockop DJ. Mitochondrial transfer between cells can rescue aerobic respiration. Proc Natl Acad Sci USA. (2006) 103:1283–8. doi: 10.1073/pnas.0510511103

  51. Jackson MV, Morrison TJ, Doherty DF, McAuley DF, Matthay MA, Kissenpfennig A, et al. Mitochondrial transfer via tunneling nanotubes is an important mechanism by which mesenchymal stem cells enhance macrophage phagocytosis in the in vitro and in vivo models of ARDS. Stem Cells. (2016) 34:2210–23. doi: 10.1002/stem.2372

  52. Li C, Cheung MKH, Han S, Zhang Z, Chen L, Chen J, et al. Mesenchymal stem cells and their mitochondrial transfer: a double-edged sword. Biosci Rep. (2019) 39:BSR20182417. doi: 10.1042/BSR20182417

  53. Penn MS. SDF-1:CXCR4 axis is fundamental for tissue preservation and repair. Am J Pathol. (2010) 177:2166–8. doi: 10.2353/ajpath.2010.100803

  54. Wynn RF,Hart CA, Corradi-Perini C,O’Neill L, Evans CA,Wraith JE, et al. A small proportion of mesenchymal stem cells strongly expresses functionally active CXCR4 receptor capable of promoting migration to bone marrow. Blood. (2004) 104:2643–5. doi: 10.1182/blood-2004-02-0526

  55. Chamberlain G, Wright K, Rot A, Ashton B, Middleton J. Murine mesenchymal stem cells exhibit a restricted repertoire of functional chemokine receptors: comparison with human. PLoS ONE. (2008) 3:e2934. doi: 10.1371/journal.pone.0002934

  56. Zou C, Song G, Luo Q, Yuan L, Yang L. Mesenchymal stem cells require integrin 1 for directed migration induced by osteopontin in vitro. In Vitro Cell Dev Biol Anim. (2011) 47:241–50. doi: 10.1007/s11626-010-9377-0

  57. Wang X, Zhen L, Miao H, Sun Q, Yang Y, Que B, et al. Concomitant retrograde coronary venous infusion of basic fibroblast growth factor enhances engraftment and differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells for cardiac repair after myocardial infarction. Theranostics. (2015) 5:995–1006. doi: 10.7150/thno.11607

  58. Ball SG, Shuttleworth CA, Kielty CM. Vascular endothelial growth factor can signal through platelet-derived growth factor receptors. J Cell Biol. (2007) 177:489–500. doi: 10.1083/jcb.200608093

  59. Forte G, Minieri M, Cossa P, Antenucci D, Sala M, Gnocchi V, et al. Hepatocyte growth factor effects on mesenchymal stem cells: proliferation, migration, and differentiation. Stem Cells. (2006) 24:23– 33. doi: 10.1634/stemcells.2004-0176

  60. Xinaris C, Morigi M, Benedetti V, Imberti B, Fabricio AS, Squarcina E, et al. A novel strategy to enhance mesenchymal stem cell migration capacity and promote tissue repair in an injury specific fashion. Cell Transplant. (2013) 22:423–36. doi: 10.3727/096368912X653246

  61. Gao P, Zhou Y, Xian L, Li C, Xu T, Plunkett B, et al. Functional effects of TGF- 1 on mesenchymal stem cell mobilization in cockroach allergen-induced asthma. J Immunol. (2014) 192:4560–70. doi: 10.4049/jimmunol.1303461

  62. Fu X, Liu G, Halim A, Ju Y, Luo Q, Song AG. Mesenchymal stem cell migration and tissue repair. Cells. (2019) 8:784. doi: 10.3390/cells8080784

  63. Nowakowski A, Walczak P, Lukomska B, Janowski M. Genetic engineering of mesenchymal stem cells to induce their migration and survival. Stem Cells Int. (2016) 2016:4956063. doi: 10.1155/2016/4956063

  64. Ullah M, Liu DD, Thakor AS. Mesenchymal stromal cell homing: mechanisms and strategies for improvement. iScience. (2019) 15:4238. doi: 10.1016/j.isci.2019.05.004

  65. Gao J, Dennis JE, Muzic RF, Lundberg M, Caplan AI. The dynamic in vivo distribution of bone marrow-derived mesenchymal stem cells after infusion. Cells Tissues Organs. (2001) 169:12–20. doi: 10.1159/000047856

  66. Eggenhofer E, Benseler V, Kroemer A, Popp FC, Geissler EK, Schlitt HJ, et al. Mesenchymal stem cells are short-lived and do not migrate beyond the lungs after intravenous infusion. Front Immunol. (2012) 3:297. doi: 10.3389/fimmu.2012.00297

  67. Jasmin, Jelicks LA, Tanowitz HB, Peters VM, Mendez-Otero R, de Carvalho ACC, et al. Molecular imaging, biodistribution and efficacy of mesenchymal bone marrow cell therapy in a mouse model of Chagas disease. Microbes Infect. (2014) 16:923–35. doi: 10.1016/j.micinf.2014.08.016

  68. Kraitchman DL, Tatsumi M, Gilson WD, Ishimori T, Kedziorek D, Walczak P, et al. Dynamic imaging of allogeneic mesenchymal stem cells trafficking to myocardial infarction. Circulation. (2005) 112:1451–61. doi: 10.1161/CIRCULATIONAHA.105.537480

  69. Yan Y, Fang J, Wen X, Teng X, Li B, Zhou Z, et al. Therapeutic applications of adipose- derived mesenchymal stem cells on acute liver injury in canines. Res Vet Sci. (2019) 126:233–9. doi: 10.1016/j.rvsc.2019.09.004

  70. Wang S, Guo L, Ge J, Yu L, Cai T, Tian R, et al. Excess integrins cause lung entrapment of mesenchymal stem cells. Stem Cells. (2015) 33:3315– 26. doi: 10.1002/stem.2087

  71. Abe T, Sumi K, Kunimatsu R, Oki N, Tsuka Y, Awada T, et al. Bone regeneration in a canine model of artificial jaw cleft using bone marrowderived mesenchymal stem cells and carbonate hydroxyapatite carrier. Cleft Palate Craniofac J. (2020) 57:208–17. doi: 10.1177/10556656198 68868

  72. Sole A, Spriet M, Padgett KA, Vaughan B, Galuppo LD, Borjesson DL, et al. Distribution and persistence of technetium-99 hexamethyl propylene amine oxime-labelled bone marrow-derived mesenchymal stem cells in experimentally induced tendon lesions after intratendinous injection and regional perfusion of the equine distal limb. Equine Vet J. (2013) 45:726– 31. doi: 10.1111/evj.12063

  73. Walczak P, Zhang J, Gilad AA, Kedziorek DA, Ruiz-Cabello J, Young RG, et al. Dual- modality monitoring of targeted intraarterial delivery of mesenchymal stem cells after transient ischemia. Stroke. (2008) 39:1569– 74. doi: 10.1161/STROKEAHA.107.502047

  74. Trela JM, Spriet M, Padgett KA, Galuppo LD, Vaughan B, Vidal MA. Scintigraphic comparison of intra-arterial injection and distal intravenous regional limb perfusion for administration of mesenchymal stem cells to the equine foot. Equine Vet J. (2014) 46:479–83. doi: 10.1111/evj.12137

  75. Torrent A, Spriet M, Espinosa-Mur P, Clark KC, Whitcomb MB, Borjesson DL, et al. Ultrasound-guided injection of the cranial tibial artery for stem cell administration in horses. Equine Vet J. (2019) 51:681– 7. doi: 10.1111/evj.13065

  76. Nishimura T, Takami T, Sasaki R, Aibe Y, Matsuda T, Fujisawa K, et al. Liver regeneration therapy through the hepatic artery-infusion of cultured bone marrow cells in a canine liver fibrosis model. PLoS ONE. (2019) 14:e0210588. doi: 10.1371/journal.pone.0210588

  77. Parys M, Nelson N, Koehl K, Miller R, Kaneene JB, Kruger JM, et al. Safety of intraperitoneal injection of adipose tissue-derived autologous mesenchymal stem cells in cats. J Vet Intern Med. (2016) 30:157– 63. doi: 10.1111/jvim.13655

  78. Wiafe B, Kadam R, Metcalfe PD. Intraperitoneal administration of mesenchymal stem cells is effective at mitigating detrusor deterioration after pBOO. Am J Physiol Renal Physiol. (2020) 318:F549–56. doi: 10.1152/ajprenal.00486.2019

  79. Gooch A, Zhang P, Hu Z, Loy Son N, Avila N, Fischer J, et al. Interim report on the effective intraperitoneal therapy of insulin-dependent diabetes mellitus in pet dogs using “Neo-Islets,” aggregates of adipose stem and pancreatic islet cells (INAD 012-776). PLoS ONE. (2019) 14:e0218688. doi: 10.1371/journal.pone.0218688

  80. Le Blanc K, Tammik C, Rosendahl K, Zetterberg E, Ringdén O. HLA expression and immunologic propertiesof differentiated and undifferentiated mesenchymal stem cells. Exp Hematol. (2003) 31:890–6. doi: 10.1016/S0301-472X(03)00110-3

  81. Klyushnenkova E, Mosca JD, Zernetkina V, Majumdar MK, Beggs KJ, Simonetti DW, et al. T cell responses to allogeneic human mesenchymal stem cells: immunogenicity, tolerance, and suppression. J Biomed Sci. (2005) 12:47–57. doi: 10.1007/s11373-004-8183-7

  82. van Megen KM, van ’t Wout ET, Lages Motta J, Dekker B, Nikolic T, Roep BO. Activated mesenchymal stromal cells process and present antigens regulating adaptive immunity. Front Immunol. (2019) 10:694. doi: 10.3389/fimmu.2019.00694

  83. Sivanathan KN, Rojas-Canales D, Grey ST, Gronthos S, Coates PT. Transcriptome profiling of IL-17A preactivated mesenchymal stem cells: a comparative study to unmodified and IFN-modified mesenchymal stem cells. Stem Cells Int. (2017) 2017:1025820. doi: 10.1155/2017/1025820

  84. Li X, Shang B, Li YN, Shi Y, Shao C. IFN and TNF synergistically induce apoptosis of mesenchymal stem/stromal cells via the induction of nitricoxide. Stem Cell Res Ther. (2019) 10:18. doi: 10.1186/s13287-018-1102-z

  85. Brandt L, Schubert S, Scheibe P, Brehm W, Franzen J, Gross C, et al. Tenogenic properties of mesenchymal progenitor cells are compromised in an inflammatory environment. Int J Mol Sci. (2018) 19:2549. doi: 10.3390/ijms19092549

  86. Dakin SG, Jespers K, Warner S, O’Hara LK, Dudhia J, Goodship AE, et al. The relationship between in vivo limb and in vitro tendon mechanics after injury: a potential novel clinical tool for monitoring tendon repair. Equine Vet J. (2011) 43:418–23. doi: 10.1111/j.2042-3306.2010.00303.x

  87. Dyson SJ. Medical management of superficial digital flexor tendonitis: a comparative study in 219 horses (1992-2000). Equine Vet J. (2004) 36:415– 9. doi: 10.2746/0425164044868422

  88. Petrov R, MacDonald MH, Tesch AM, Van Hoogmoed LM. Influence of topically applied cold treatment on core temperature and cell viability in equine superficial digital flexor tendons. Am J Vet Res. (2003) 64:835– 44. doi: 10.2460/ajvr.2003.64.835

  89. Chan KM, Fu SC. Anti-inflammatory management for tendon injuries - friends or foes? Sports Med Arthrosc Rehabil Ther Technol. (2009) 1:23. doi: 10.1186/1758-2555-1-23

  90. Jann HW, Stein LE, Good JK. Strength characteristics and failure modes of locking-loop and three-loop pulley suture patterns in equine tendons. Vet Surg. (1990) 19:28–33. doi: 10.1111/j.1532-950X.1990.tb01139.x

  91. Eliashar E, Schramme MC, Schumacher J, Ikada Y, Smith RK. Use of a bioabsorbable implant for the repair of severed digital flexor tendons in four horses. Vet Rec. (2001) 148:506–9. doi: 10.1136/vr.148.16.506

  92. Smith RK, Korda M, Blunn GW, Goodship AE. Isolation and implantation of autologous equine mesenchymal stem cells from bone marrow into the superficial digital flexor tendon as a potential novel treatment. Equine Vet J. (2003) 35:99–102. doi: 10.2746/042516403775467388

  93. Renzi S, Ricco S, Dotti S, Sesso L, Grolli S, Cornali M, et al. Autologous bone marrow mesenchymal stromal cells for regeneration of injured equine ligaments and tendons: a clinical report. Res Vet Sci. (2013) 95:272– 7. doi: 10.1016/j.rvsc.2013.01.017

  94. Filomeno P,Dayan V, Tourino C. Stemcell research and clinical development in tendon repair. Muscles Ligaments Tendons J. (2012) 2:204–11.

  95. Costa-Almeida R, Calejo I, Gomes ME. Mesenchymal stem cells empowering tendon regenerative therapies. Int J Mol Sci. (2019) 20:3002. doi: 10.3390/ijms20123002

  96. Pacini S, Spinabella S, Trombi L, Fazzi R, Galimberti S, Dini F, et al. Suspension of bone marrow-derived undifferentiated mesenchymal stromal cells for repair of superficial digital flexor tendon in race horses. Tissue Eng. (2007) 13:2949–55. doi: 10.1089/ten.2007.0108

  97. Godwin EE, Young NJ, Dudhia J, Beamish IC, Smith RK. Implantation of bone marrow- derived mesenchymal stem cells demonstrates improved outcome in horses with overstrain injury of the superficial digital flexor tendon. Equine Vet J. (2012) 44:25–32. doi: 10.1111/j.2042-3306.2011.00363.x

  98. Smith RK, Werling NJ, Dakin SG, Alam R, Goodship AE, Dudhia J. Beneficial effects of autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells in naturally occurring tendinopathy. PLoS ONE. (2013) 8:e75697. doi: 10.1371/journal.pone.0075697

  99. Van Loon VJ, Scheffer CJ, Genn HJ, Hoogendoorn AC, Greve JW. Clinical follow-up of horses treated with allogeneic equine mesenchymal stem cells derived from umbilical cord

blood for different tendon and ligament disorders. Vet Q. (2014) 34:92–7. doi: 10.1080/01652176.2014.949390

  1. Geburek F, Roggel F, van Schie HTM, Beineke A, Estrada R, Weber K, et al. Effect of single intralesional treatment of surgically induced equine superficial digital flexor tendon core lesions with adipose-derived mesenchymal stromal cells: a controlled experimental trial. Stem Cell Res Ther. (2017) 8:129. doi: 10.1186/s13287-017-0564-8

  2. Romero A, Barrachina L, Ranera B, Remacha AR, Moreno B, de Blas I, et al. Comparison of autologous bone marrow and adipose tissue derived mesenchymal stem cells, and platelet rich plasma, for treating surgically induced lesions of the equine superficial digital flexor tendon. Vet J. (2017) 224:76–84. doi: 10.1016/j.tvjl.2017.04.005

  3. Harasen G. Diagnosing rupture of the cranial cruciate ligament. Can Vet J. (2002) 43:475–6.

  4. Chuang C, Ramaker MA, Kaur S, Csomos RA, Kroner KT, Bleedorn JA, et al. Radiographic risk factors for contralateral rupture in dogs with unilateral cranial cruciate ligament rupture. PLoS ONE. (2014) 9:e106389. doi: 10.1371/journal.pone.0106389

  5. Molsa SH, Hyytiainen HK, Hielm-Bjorkman AK, Laitinen-Vapaavuori OM. Long-term functional outcome after surgical repair of cranial cruciate ligament disease in dogs. BMC Vet Res. (2014) 10:266. doi: 10.1186/s12917-014-0266-8

  6. Taroni M, Cabon Q, Febre M, Cachon T, Saulnier N, Carozzo C, et al. Evaluation of the effect of a single intra-articular injection of allogeneic neonatal mesenchymal stromal cells compared to oral nonsteroidal anti-inflammatory treatment on the postoperative musculoskeletal status and gait of dogs over a 6-month period after tibial plateau leveling osteotomy: a pilot study. Front Vet Sci. (2017) 4:83. doi: 10.3389/fvets.2017. 00083

  7. Linon E, Spreng D, Rytz U, Forterre S. Engraftment of autologous bone marrow cells into the injured cranial cruciate ligament in dogs. Vet J. (2014) 202:448–54. doi: 10.1016/j.tvjl.2014.08.031

  8. Muir P, Hans EC, Racette M, Volstad N, Sample SJ, Heaton C, et al. Autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells modulate molecular markers of inflammation in dogs with cruciate ligament rupture. PLoS ONE. (2016) 11:e0159095. doi: 10.1371/journal.pone.0159095

  9. Canapp SO Jr., Leasure CS, Cox C, Ibrahim V, Carr BJ. Partial cranial cruciate ligament tears treated with stem cell and platelet-rich plasma combination therapy in 36 dogs: a retrospective study. Front Vet Sci. (2016) 3:112. doi: 10.3389/fvets.2016.00112

  10. Frisbie DD, Stewart MC. Cell-based therapies for equine joint disease. Vet Clin North Am Equine Pract. (2011) 27:335– 49. doi: 10.1016/j.cveq.2011.06.005

  11. Rossdale PD, Hopes R, Digby NJ, offord K. Epidemiological study of wastage among racehorses (1982 and 1983). Vet Rec. (1985) 116:66– 9. doi: 10.1136/vr.116.3.66

  12. Walmsley JR, Phillips TJ, Townsend HG. Meniscal tears in horses: an evaluation of clinical signs and arthroscopic treatment of 80 cases. Equine Vet J. (2003) 35:402–6. doi: 10.2746/042516403776014163

  13. Cohen JM, Richardson DW, McKnight AL, Ross MW, Boston RC. Long-term outcome in 44 horses with stifle lameness after arthroscopic exploration and debridement. Vet Surg. (2009) 38:543–51. doi: 10.1111/j.1532-950X.2009.00524.x

  14. Nicpon J, Marycz K, Grzesiak J. Therapeutic effect of adipose-derived mesenchymal stem cell injection in horses suffering from bone spavin. Pol J Vet Sci. (2013) 16:753–4. doi: 10.2478/pjvs-2013-0107

  15. Ferris DJ, Frisbie DD, Kisiday JD, McIlwraith CW, Hague BA, Major MD, et al. Clinical outcome after intra-articular administration of marrow derived mesenchymal stem cells in 33 horses with stifle injury. Vet Surg. (2014) 43:255–65. doi: 10.1111/j.1532- 950X.2014. 12100.x

  16. Marinas-Pardo L, Garcia-Castro J, Rodriguez-Hurtado I, Rodriguez- Garcia MI, Nunez- Naveira L, Hermida-Prieto M. Allogeneic adiposederived mesenchymal stem cells (horse allo 20) for the treatment of osteoarthritis-associated lameness in horses: characterization, safety, and efficacy of intra-articular treatment. Stem Cells Dev. (2018) 27:1147– 60. doi: 10.1089/scd.2018.0074

  17. Mohoric L, Zorko B, Ceh K, Majdic G. Blinded placebo study of bilateral osteoarthritis treatment using adipose derived mesenchymal stem cells. Slovenian Vet Res. (2016) 53:167– 74.

  18. Black LL, Gaynor J, Gahring D, Adams C, Aron D, Harman S, et al. Effect of adipose- derived mesenchymal stem and regenerative cells on lameness in dogs with chronic osteoarthritis of the coxofemoral joints: a randomized, double-blinded, multicenter, controlled trial. Vet Ther. (2007) 8:272–84.

  19. Vilar JM, Morales M, Santana A, Spinella G, Rubio M, Cuervo B, et al. Controlled, blinded force platform analysis of the effect of intraarticular injection of autologous adipose- derived mesenchymal stem cells associated to PRGF-Endoret in osteoarthritic dogs. BMC Vet Res. (2013) 9:131. doi: 10.1186/1746-6148-9-131

  20. Srzentic Drazilov S, Mrkovacki J, Spasovski V, Fazlagic A, Pavlovic S, Nikcevic G. The use of canine mesenchymal stem cells for the autologous treatment of osteoarthritis. Acta Vet Hung. (2018) 66:376– 89. doi: 10.1556/004.2018.034

  21. Harman R, Carlson K, Gaynor J, Gustafson S, Dhupa S, Clement K, et al. A prospective, randomized, masked, and placebo-controlled efficacy study of intraarticular allogeneic adipose stem cells for the treatment of osteoarthritis in dogs. Front Vet Sci. (2016) 3:81. doi: 10.3389/fvets.2016.00081

  22. Shah K, Drury T, Roic I, Hansen P, Malin M, Boyd R, et al. Outcome of allogeneic adult stem cell therapy in dogs suffering from osteoarthritis and other joint defects. Stem Cells Int. (2018) 2018:7309201. doi: 10.1155/2018/7309201

  23. Li L, Duan X, Fan Z, Chen L, Xing F, Xu Z, et al. Mesenchymal stem cells in combination with hyaluronic acid for articular cartilage defects. Sci Rep. (2018) 8:9900. doi: 10.1038/s41598-018-27737-y

  24. Guercio A, Di Marco P, Casella S, Cannella V, Russotto L, Purpari G, et al. Production of canine mesenchymal stem cells from adipose tissue and their application in dogs with chronic osteoarthritis of the humeroradial joints. Cell Biol Int. (2012) 36:189–94. doi: 10.1042/CBI201 10304

  25. Cuervo B, Rubio M, Sopena J, Dominguez JM, Vilar J, Morales M, et al. Hip osteoarthritis in dogs: a randomized study using mesenchymal stem cells from adipose tissue and plasma rich in growth factors. Int J Mol Sci. (2014) 15:13437–60. doi: 10.3390/ijms150813437

  26. Babu NC, Gomes AJ. Systemic manifestations of oral diseases. J Oral Maxillofac Pathol. (2011) 15:144–7. doi: 10.4103/0973-029X.84477

  27. Petersen PE, Bourgeois D, Ogawa H, Estupinan-Day S, Ndiaye C. The global burden of oral diseases and risks to oral health. Bull World Health Organ. (2005) 83:661–9.

  28. Abdelaz P, ElZoghbi A, Shokry M, Ahmed AZ, Rasha H. Reparative dentin formation using stem cell therapy versus calcium hydroxide in direct pulp capping: an animal study. Braz Dent J. (2019) 30:542–9. doi: 10.1590/0103-6440201902711

  29. Iohara K, Utsunomiya S, Kohara S, Nakashima M. Allogeneic transplantation of mobilized dental pulp stem cells with the mismatched dog leukocyte antigen type is safe and efficacious for total pulp regeneration. Stem Cell Res Ther. (2018) 9:116. doi: 10.1186/s13287-018-0855-8

  30. Colpak HA, Gonen ZB, Ozdamar S, Alkan A, Kutuk N. Vertical ridge augmentation using guided bone regeneration procedure and dental pulp derived mesenchymal stem cells with simultaneous dental implant placement: a histologic study in a sheep model. J Stomatol Oral Maxillofac Surg. (2019) 120:216–23. doi: 10.1016/j.jormas.2018.12.011

  31. Shi H, Zong W, Xu X, Chen J. Improved biphasic calcium phosphate combined with periodontal ligament stem cells may serve as a promising method for periodontal regeneration. Am J Transl Res. (2018) 10:4030–41.

  32. Wang P, Wang W, Geng T, Liu Y, Zhu S, Liu Z, et al. EphrinB2 regulates osteogenic differentiation of periodontal ligament stem cells and alveolar bone defect regeneration in beagles. J Tissue Eng. (2019) 10:2041731419894361. doi: 10.1177/2041731419894361

  33. Xu M, Wei X, Fang J, Xiao L. Combination of SDF-1 and bFGF promotes bone marrow stem cell-mediated periodontal ligament regeneration. Biosci Rep. (2019) 39:BSR20190785. doi: 10.1042/BSR20190785

  34. Rezaei M, Jamshidi S, Saffarpour A, Ashouri M, Rahbarghazi R, Rokn AR, et al. Transplantation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells, platelet-rich plasma, and

fibrin glue for periodontal regeneration. Int J Periodont Restor Dent. (2019) 39:e32–45. doi: 10.11607/prd.3691

  1. Venkataiah VS, Handa K, NjugunaMM, Hasegawa T,Maruyama K, Nemoto E, et al. Periodontal regeneration by allogeneic transplantation of adipose tissue derived multi-lineage progenitor stem cells in vivo. Sci Rep. (2019) 9:921. doi: 10.1038/s41598-018-37528-0

  2. El-Zekrid MH, Mahmoud SH, Ali FA, Helal ME, Grawish ME. Healing capacity of autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells on partially pulpotomized dogs’ teeth. J Endod. (2019) 45:287–94. doi: 10.1016/j.joen.2018.11.013

  3. Sanchez-GarcesMA, Alvira-Gonzalez J, Sanchez CM, Barbany Cairo JR, Del PozoMR, Gay-Escoda C. Bone regeneration using adipose-derived stemcells with fibronectin in dehiscence-type defects associated with dental implants: an experimental study in a dog model. Int J Oral Maxillofac Implants. (2017) 32:e97–e106. doi: 10.11607/jomi.5169

  4. Bellei E, Dalla F, Masetti L, Pisoni L, Joechler M. Surgical therapy in chronic feline gingivostomatitis (FCGS). Vet Res Commun. (2008) 32(Suppl. 1):S231–4. doi: 10.1007/s11259-008-9153-8

  5. Hennet PR, Camy GA, McGahie DM, Albouy MV. Comparative efficacy of a recombinant feline interferon omega in refractory cases of caliciviruspositive cats with caudal stomatitis: a randomised, multi-centre, controlled, double-blind study in 39 cats. J Feline Med Surg. (2011) 13:577– 87. doi: 10.1016/j.jfms.2011.05.012

  6. Lommer MJ. Efficacy of cyclosporine for chronic, refractory stomatitis in cats: a randomized, placebo-controlled, double-blinded clinical study. J Vet Dent. (2013) 30:8–17. doi: 10.1177/089875641303000101

  7. Druet I, Hennet P. Relationship between feline calicivirus load, oral lesions, and outcome in feline chronic gingivostomatitis (caudal stomatitis): retrospective study in 104 cats. Front Vet Sci. (2017) 4:209. doi: 10.3389/fvets.2017.00209

  8. Winer JN, Arzi B, Verstraete FJ. Therapeutic management of feline chronic gingivostomatitis: a systematic review of the literature. Front Vet Sci. (2016) 3:54. doi: 10.3389/fvets.2016.00054

  9. Arzi B, Mills-Ko E, Verstraete FJ, Kol A, Walker NJ, Badgley MR, et al. Therapeutic efficacy of fresh, autologous mesenchymal stem cells for severe refractory gingivostomatitis in cats. Stem Cells Transl Med. (2016) 5:75– 86. doi: 10.5966/sctm.2015-0127

  10. Arzi B, Clark KC, Sundaram A, Spriet M, Verstraete FJM, Walker NJ, et al. Therapeutic efficacy of fresh, allogeneic mesenchymal stem cells for severe refractory feline chronic gingivostomatitis. Stem Cells Transl Med. (2017) 6:1710–22. doi: 10.1002/sctm.17-0035

  11. Arzi B, Peralta S, Fiani N, Vapniarsky N, Taechangam N, Delatorre U, et al. A multicenter experience using adipose-derived mesenchymal stemcell therapy for cats with chronic, non-responsive gingivostomatitis. Stem Cell Res Ther. (2020) 11:115. doi: 10.1186/s13287-020-01623-9

  12. Cerquetella M, Spaterna A, Laus F, Tesei B, Rossi G, Antonelli E, et al. Inflammatory bowel disease in the dog: differences and similarities with humans. World J Gastroenterol. (2010) 16:1050–6. doi: 10.3748/wjg.v16.i9.1050

  13. Perez-Merino EM, Uson-Casaus JM, Duque-Carrasco J, Zaragoza-Bayle C, Marinas- Pardo L, Hermida-Prieto M, et al. Safety and efficacy of allogeneic adipose tissue-derived mesenchymal stem cells for treatment of dogs with inflammatory bowel disease: Endoscopic and histological outcomes. Vet J. (2015) 206:391–7. doi: 10.1016/j.tvjl.2015.07.023

  14. Webb TL, Webb CB. Stem cell therapy in cats with chronic enteropathy: a proof-of- concept study. J Feline Med Surg. (2015) 17:901–8. doi: 10.1177/1098612X14561105

  15. Matsuda T, Takami T, Sasaki R, Nishimura T, Aibe Y, Paredes BD, et al. A canine liver fibrosis model to develop a therapy for liver cirrhosis using cultured bone marrow-derived cells. Hepatol Commun. (2017) 1:691– 703. doi: 10.1002/hep4.1071

  16. Gardin C, Ferroni L, Bellin G, Rubini G, Barosio S, Zavan B. Therapeutic potential of autologous adipose-derived stem cells for the treatment of liver disease. Int J Mol Sci. (2018) 19:4064. doi: 10.3390/ijms19124064

  17. Nam A, Han SM, Go DM, Kim DY, Seo KW, Youn HY. Long-term management with adipose tissue-derived mesenchymal stem cells and conventional treatment in a dog with hepatocutaneous syndrome. J Vet Intern Med. (2017) 31:1514–9. doi: 10.1111/jvim.14798

  18. Adin CA, Gregory CR, Kyles AE, Cowgill L. Diagnostic predictors of complications and survival after renal transplantation in cats. Vet Surg. (2001) 30:515–21. doi: 10.1053/jvet.2001.28418

  19. Quimby JM, Webb TL, Gibbons DS, Dow SW. Evaluation of intrarenal mesenchymal stem cell injection for treatment of chronic kidney disease in cats: a pilot study. J Feline Med Surg. (2011) 13:418– 26. doi: 10.1016/j.jfms.2011.01.005

  20. Vidane AS, Pinheiro AO, Casals JB, Passarelli D, Hage M, Bueno RS, et al. Transplantation of amniotic membrane-derived multipotent cells ameliorates and delays the progression of chronic kidney disease in cats. Reprod Domest Anim. (2017) 52(Suppl. 2):316–26. doi: 10.1111/rda.12846

  21. Quimby JM, Webb TL, Habenicht LM, Dow SW. Safety and efficacy of intravenous infusion of allogeneic cryopreserved mesenchymal stemcells for treatment of chronic kidney disease in cats: results of three sequential pilot studies. Stem Cell Res Ther. (2013) 4:48. doi: 10.1186/scrt198

  22. Quimby JM, Webb TL, Randall E, Marolf A, Valdes-Martinez A, Dow SW. Assessment of intravenous adipose-derived allogeneic mesenchymal stem cells for the treatment of feline chronic kidney disease: a randomized, placebo-controlled clinical trial in eight cats. J Feline Med Surg. (2016) 18:165–71. doi: 10.1177/1098612X15576980

  23. Wernly B, Mirna M, Rezar R, Prodinger C, Jung C, Podesser BK, et al. Regenerative cardiovascular therapies: stem cells and beyond. Int J Mol Sci. (2019) 20:1420. doi: 10.3390/ijms20061420

  24. Hoffman AM, Dow SW. Concise review: stem cell trials using companion animal disease models. Stem Cells. (2016) 34:1709–29. doi: 10.1002/stem.2377

  25. Pogue B, Estrada AH, Sosa-Samper I, Maisenbacher HW, Lamb KE, Mincey BD, et al. Stem-cell therapy for dilated cardiomyopathy: a pilot study evaluating retrograde coronary venous delivery. J Small Anim Pract. (2013) 54:361–6. doi: 10.1111/jsap.12098

  26. Hensley MT, Tang J, Woodruff K, Defrancesco T, Tou S, Williams CM, et al. Intracoronary allogeneic cardiosphere-derived stem cells are safe for use in dogs with dilated cardiomyopathy. J Cell Mol Med. (2017) 21:1503– 12. doi: 10.1111/jcmm.13077

  27. Fox PR. Pathology of myxomatous mitral valve disease in the dog. J Vet Cardiol. (2012) 14:103–26. doi: 10.1016/j.jvc.2012.02.001

  28. Petchdee S, Sompeewong S. Intravenous administration of puppy deciduous teeth stem cells in degenerative valve disease. Vet World. (2016) 9:1429– 34. doi: 10.14202/vetworld.2016.1429-1434

  29. Barussi FC, Bastos FZ, Leite LM, Fragoso FY, Senegaglia AC, Brofman PR, et al. Intratracheal therapy with autologous bone marrowderived mononuclear cells reduces airway inflammation in horses with recurrent airway obstruction. Respir Physiol Neurobiol. (2016) 232:35–42. doi: 10.1016/j.resp.2016.07.002

  30. Hao Y, Ran Y, Lu B, Li J, Zhang J, Feng C, et al. Therapeutic effects of human umbilical cord-derived mesenchymal stem cells on canine radiation-induced lung injury. Int J Radiat Oncol Biol Phys. (2018) 102:407– 16. doi: 10.1016/j.ijrobp.2018.05.068

  31. Trzil JE, Masseau I, Webb TL, Chang CH, Dodam JR, Liu H, et al. Intravenous adipose- derived mesenchymal stem cell therapy for the treatment of feline asthma: a pilot study. J Feline Med Surg. (2016) 18:981– 90. doi: 10.1177/1098612X15604351

  32. Besalti O, Aktas Z, Can P, Akpinar E, Elcin AE, Elcin YM. The use of autologous neurogenically-induced bone marrow-derived mesenchymal stem cells for the treatment of paraplegic dogs without nociception due to spinal trauma. J Vet Med Sci. (2016) 78:1465–73. doi: 10.1292/jvms.15-0571

  33. Penha EM, Meira CS, Guimaraes ET, Mendonca MV, Gravely FA, Pinheiro CM, et al. Use of autologous mesenchymal stem cells derived from bone marrow for the treatment of naturally injured spinal cord in dogs. Stem Cells Int. (2014) 2014:437521. doi: 10.1155/2014/437521

  34. Bhat IA, T BS, Somal A, Pandey S, BhartiMK, Panda BSK, et al. An allogenic therapeutic strategy for canine spinal cord injury using mesenchymal stem cells. J Cell Physiol. (2019) 234:2705–18. doi: 10.1002/jcp.27086

  35. Bach FS, Rebelatto CLK, Fracaro L, Senegaglia AC, Fragoso FYI, Daga DR, et al. Comparison of the efficacy of surgical decompression alone and combined with canine adipose tissue-derived stem cell transplantation in dogs with acute thoracolumbar disk disease and spinal cord injury. Front Vet Sci. (2019) 6:383. doi: 10.3389/fvets.2019.00383

  36. Steffen F, Smolders LA, Roentgen AM, Bertolo A, Stoyanov J. Bone marrow-derived mesenchymal stem cells as autologous therapy in dogs with naturally occurring intervertebral disc disease: feasibility, safety, and preliminary results. Tissue Eng Part C Methods. (2017) 23:643– 51. doi: 10.1089/ten.tec.2017.0033

  37. Wu GH, Shi HJ, Che MT, Huang MY, Wei QS, Feng B, et al. Recovery of paralyzed limb motor function in canine with complete spinal cord injury following implantation of MSC-derived neural network tissue. Biomaterials. (2018) 181:15–34. doi: 10.1016/j.biomaterials.2018.07.010

  38. Ojeh N, Pastar I, Tomic-Canic M, Stojadinovic O. Stem cells in skin regeneration, wound healing, and their clinical applications. Int J Mol Sci. (2015) 16:25476–501. doi: 10.3390/ijms161025476

  39. Pratheesh MD, Dubey PK, Gade NE, Nath A, Sivanarayanan TB, Madhu DN, et al. Comparative study on characterization and wound healing potential of goat (Capra hircus) mesenchymal stem cells derived from fetal origin amniotic fluid and adult bone marrow. Res Vet Sci. (2017) 112:81– 8. doi: 10.1016/j.rvsc.2016.12.009

  40. Martinello T, Gomiero C, Perazzi A, Iacopetti I, Gemignani F, DeBenedictis GM, et al. Allogeneic mesenchymal stem cells improve the wound healing process of sheep skin. BMC Vet Res. (2018) 14:202. doi: 10.1186/s12917-018-1527-8

  41. Textor JA, Clark KC, Walker NJ, Aristizobal FA, Kol A, LeJeune SS, et al. Allogeneic stem cells alter gene expression and improve healing of distal limb wounds in horses. Stem Cells Transl Med. (2018) 7:98– 108. doi: 10.1002/sctm.17-0071

  42. Johnson V, Webb T, Norman A, Coy J, Kurihara J, Regan D, et al. Activated mesenchymal stem cells interact with antibiotics and host innate immune responses to control chronic bacterial infections. Sci Rep. (2017) 7:9575. doi: 10.1038/s41598-017-08311-4

  43. Lanci A, Merlo B, Mariella J, Castagnetti C, Iacono E. Heterologous Wharton’s Jelly derived mesenchymal stem cells application on a large chronic skin wound in a 6-month-old filly. Front Vet Sci. (2019) 6:9. doi: 10.3389/fvets.2019.00009

  44. Hall MN, Rosenkrantz WS, Hong JH, Griffin CE, Mendelsohn CM. Evaluation of the potential use of adipose-derived mesenchymal stromal cells in the treatment of canine atopic dermatitis: a pilot study. Vet Ther. (2010) 11:E1–14.

  45. Villatoro AJ, Hermida-Prieto M, Fernandez V, Farinas F, Alcoholado C, Rodriguez- Garcia MI, et al. Allogeneic adipose-derived mesenchymal stem cell therapy in dogs with refractory atopic dermatitis: clinical efficacy and safety. Vet Rec. (2018) 183:654. doi: 10.1136/vr.104867

  46. Davis AB, Schnabel LV, Gilger BC. Subconjunctival bone marrow-derived mesenchymal stem cell therapy as a novel treatment alternative for equine immune-mediated keratitis: a case series. Vet Ophthalmol. (2019) 22:674– 82. doi: 10.1111/vop.12641

  47. Saldinger LK, Nelson SG, Bellone RR, Lassaline M, Mack M, Walker NJ, et al. Horses with equine recurrent uveitis have an activated CD4+ T-cell phenotype that can be modulated by mesenchymal stem cells in vitro. Vet Ophthalmol. (2020) 23:160–70. doi: 10.1111/vop.12704

  48. Villatoro AJ, Claros S, Fernandez V, Alcoholado C, Farinas F, Moreno A, et al. Safety and efficacy of the mesenchymal stem cell in feline eosinophilic keratitis treatment. BMC Vet Res. (2018) 14:116. doi: 10.1186/s12917-018-1413-4

  49. Villatoro AJ, Fernandez V, Claros S, Rico-Llanos GA, Becerra J, Andrades JA. Use of adipose-derived mesenchymal stem cells in keratoconjunctivitis sicca in a canine model. Biomed Res Int. (2015) 2015:527926. doi: 10.1155/2015/527926

  50. Sgrignoli MR, Silva DA, Nascimento FF, Sgrignoli DAM, Nai GA, da Silva MG, et al. Reduction in the inflammatory markers CD4, IL-1, IL-6 and TNF

in dogs with keratoconjunctivitis sicca treated topically with mesenchymal stem cells. Stem Cell Res. (2019) 39:101525. doi: 10.1016/j.scr.2019.1 01525

  1. Grady ST, Watts AE, Thompson JA, Penedo MCT, Konganti K, Hinrichs K. Effect of intra-ovarian injection of mesenchymal stem cells in aged mares. J Assist Reprod Genet. (2019) 36:543–56. doi: 10.1007/s10815-018-1371-6

  2. Papa PM, Guasti PN, De Vita B, Nakazato NG, Maia L, Freitas Dell’Aqua CP, et al. Clinical safety of intratesticular transplantation of allogeneic bone marrow multipotent stromal cells in stallions. Reprod Domest Anim. (2020) 55:429–37. doi: 10.1111/rda.13624

  3. Qamar AY, Fang X, Kim MJ, Cho J. Improved post-thaw quality of canine semen after treatment with exosomes from conditioned medium of adipose-derived mesenchymal stem cells. Animals. (2019) 9:865. doi: 10.3390/ani9110865

  4. Lara E, Rivera N, Cabezas J, Navarrete F, Saravia F, Rodriguez- Alvarez L, et al. Endometrial stem cells in farm animals: potential role in uterine physiology and pathology. Bioengineering. (2018) 5:75. doi: 10.3390/bioengineering5030075

  5. Miernik K, Karasinski J. Porcine uterus contains a population of mesenchymal stem cells. Reproduction. (2012) 143:203– 9. doi: 10.1530/REP-11-0202

  6. Cabezas J, Lara E, Pacha P, Rojas D, Veraguas D, Saravia F, et al. The endometrium of cycling cows contains populations of putative mesenchymal progenitor cells. Reprod Domest Anim. (2014) 49:550– 9. doi: 10.1111/rda.12309

  7. Letouzey V, Tan KS, Deane JA, Ulrich D, Gurung S, Ong YR, et al. Isolation and characterisation of mesenchymal stem/stromal cells in the ovine endometrium. PLoS ONE. (2015) 10:e0127531. doi: 10.1371/journal.pone.0127531

SOSYAL MEDYA
ADA VETERİNER POLİKLİNİĞİ Levent Mah. Sülün Sk. No:14 1. Levent - Beşiktaş / İstanbul Tel : 0212 324 67 32 Tel : 0212 324 67 33 Gsm: 0530 403 55 05 E-posta: [email protected] Web: www.adaveteriner.com Haftanın her günü, 09.00-22.00 saatleri arasında hizmet veriyoruz.
Bu site Neta Website altyapısı ile hazırlanmıştır.
Daha iyi hizmet sunabilmek için web sitemizde çerezler kullanılmaktadır. Web sitemizi kullanarak çerezleri kabul etmiş sayılırsınız.
WhatsApp Destek