Tüy Yolma Sorununa Klinik Yaklaşım

Alerjiler (Gıda veya Solunum Kaynaklı) Kuşlarda görülen dermatolojik rahatsızlıklarda alerjilerin etkisine işaret eden deliller mevcuttur (Macwhirter ve Mueller 1999). Fakat kuşlarda eozinofiller memeli hayvanlardakinden farklı bir rol oynar (Johnson-Delaney 1989) ve alerjik reaksiyonlarda IgE değil, IgG devreye girer. Mast hücreleri ve bazofiller histamin üretse de, memelilerde anaflaksi vakası kaydedilmemiştir. Ancak böcek ısırığına bağlı hiper sensitivite kaydedilmiştir (Romagnano & Heard 2000). Alerjik hastaların birçoğunda mevsimsel kaşıntı görülür, fakat diğer alerjilerde (örneğin gıda alerjisi) kaşıntı yıl boyu sürer, hatta en sevdikleri aktiviteleri bile kontrol edilemez bir kaşıntı nedeniyle aniden bırakabilirler. Alerjiden şüphe ediliyorsa, intradermal cilt testi yapılmalıdır. Fakat kuş, ancak alerjiye neden olan antijene maruz kaldığı zaman cilt testinden sonuç alınabilir. Bir diğer test yöntemi de 4-8 haftalık bir süre boyunca omega yağı ve antihistamin kullanımıdır. Pozitif sonuç alerjiye işaret eder, fakat negatif sonuç alerji ihtimalini elemez. Alerji tanısı, biyopsi sonucu elde edilen histopatolojik bulgulara ek olarak yapılmış ve sonucu pozitif çıkan intradermal cilt testi ile koyulabilir. Tüy yolma davranışı beslenmesinde yapılan değişiklik üzerine düzeliyorsa, sebebin alerji olduğu düşünülebilir ancak intradermal cilt testi yapılmadan kesin olarak tanı koyulamaz; çünkü tüy yolma davranışındaki azalma hayvanın daha iyi beslenmesinden veya bakım şartlarının iyileşmesinden kaynaklanıyor da olabilir. Kuşların integumenti (derisi) kalındır, bu da deri altına alerjen yerleştirilmesini zorlaştırır. Bu nedenle işlem esnasında genel anestezi kullanılır ve hayvan sırt üstü yatırılır, karinanın her iki yanındaki apterialar alkolle temizlenir. Karina, alerjen olmayan bir mürekkeple işaretlenir, önceden hazırlanan alerjenler insülin şırıngası yardımıyla derinin altına enjekte edilir. 30 G iğne yardımıyla deride 0.02 ml’lik bir kabarıklık oluşturulur. Kullanılan alerjen hacminin artırılması test sonucunun güvenilirliğini azaltmaktadır. İşlemden 5, 10, 15 dakika sonra, oluşturulan kabarıklığın ebatı eşit hacimde verilen kodein fosfat (1:100 000) içerikli pozitif kontrol ve alerjen içermeyen tuzlu su çözeltisi içerikli negatif kontrolün oluşturduğu kabarıklıklarla karşılaştırılır. Hatasız, tutarlı bir test doğru sonuç için elzemdir (Colombini v.d. 2001). Tüm çözeltilerin deri altına başarıyla enjekte edilmesi için büyüteçli gözlük kullanılmalıdır. Memelilere kıyasla, kuşların derisinde gerçekleşen değişikliklerin fark edilmesi zordur, bu nedenle ölçümlerde çap kumpası kullanılmalıdır. Tutarlı ve güvenilir sonuç almak için prosedürün özenle ve dikkatle tamamlanması gerekir. Kullanılan alerjenler Ayçiçeği, kanarya yemi, mısır, değirmen tozu, Aspergillus türleri, Cladosporum türleri, Dermatophagoides pteronysinus ve D. farniae, ev tozu maytı, çam poleni, meşe poleni, bermuda çimeni poleni, yakupotu poleni (Foil v.d. 2001). Alerjen maddeler, ml’de 4000 protein azotu olacak şekilde hazırlanmıştır. Kullanılan ayçiçeği ekstraktı ve Aspergillus en yaygın alerjen maddelerdir (Macwhirter v.d. 1999). Bazı vakalarda hayvanın diyetinden bu alerjen maddeler çıkarılmış ve olumlu sonuç alınmıştır, fakat bu iyileşmenin alerjenlerin diyetten çıkarılmasından mı yoksa hayvanın daha iyi beslenmesinden mi kaynaklandığı bilinmemektedir. Eğer alerjenlerin diyetten çıkarılması mümkün değilse, 12 saatte bir oral yoldan verilen, 2.2mg/kg hydroxyzine (hidroksizin) HCL şurup bazı vakalarda klinik belirtilerin azalmasını sağlamaktadır. Çok sayıda vakada oral yoldan günlük alınan esas (esensiyal) yağ asitleri takviyesinin olumlu sonuç verdiği de kaydedilmiştir. Ektoparazitler (Dış Parazitler) Alerjiden genelde sorumlu tutulsalar da nadiren alerjiye sebep olmaktadırlar, fakat yine de ihtimal dışı bırakılmamaları gerekir. Geceleri kafesin üzerine beyaz bir çarşaf örtülmeli, sabah çarşafta biriken ve hareketli kum taneleri gibi görünen maytlar ve bitler incelenmelidir. Bitler (Mallophaga spp.), tüy kökü maytları, Cnemidocoptes türleri, Dermanyssus gallinae (tavuk maytı, kırmızı mayt), Ornithonyssus türleri ve keneler alerjiye sebep olabilir. Yoğun istila durumları genelde sistemik bir hastalığın göstergesidir. Yoğun mayt istilası, bilhassa konakçı olmayan adapte türlerde dermatite yol açmaktadır. Hidrojen peroksit sürülmüş tüylere ve tüy köklerine ışık mikroskopisi muayenesi yapılarak tanı konur. Tavuk maytları (Dermanyssus gallinae) yaşam döngüsünün büyük kısmını bir konakçıya ihtiyaç duymadan tamamlar. İstila durumları genç kuşlarda alopesi, kaşıntı ve anemiye yol açabilir. Kırmızı-kahverengi hareketli maytlar, gece vakti kuşun derisinde kıl folliküllerinin arasında görülebilir. Mayt ve bit tedavisi pyrethrin-piperonil butoksit karışımı gibi ektoparazitisidlerle yapılır. Standart dozlarda fipronil kullanımı da güvenli ve etkili bir tedavi yöntemidir (Forbes NA 2002). Kuşun yaşam alanı permetrin ve pyripoxifen ile ilaçlanabilir. Endoparazitler (Bağırsak Kurtları veya Protozoa) Özellikle sultan papağanlarında sık sık sağlık sorunlarına yol açar ve tüm türler için tehlikelidir. Her vakada dışkı analizi yapılmalıdır. Giardia türleri ve askarit invazyonunun, özellikle sultan papağanlarında, hipersansitivite (aşırı duyarlılık) reaksiyonlarına ve tüy yolma (yoğunlukla ventral kanat tüylerini) davranışına neden olduğu bilinmektedir. Gaitanın direkt taze bakı yöntemiyle (örnek alındıktan sonra 10 dakika içinde) incelenmesi, hareketli trofozoitlerin tanısında kullanılır. 15 dakikadan sonra incelenen örneklerle muhtemelen tanı koyulamaz. Yayma (smear) hazırlanırken seyreltici olarak serum fizyolojik veya ringer laktat çözeltisi kullanılmalıdır. Trofozoitler yassıdır ve hafif dönme hareketi yaparlar. Giardia kistlerinin tespiti için, yayma trikrom ile kurutulup boyanabilir. Daha kesin bir sonuç için çinkoyla yüzdürme yöntemleri kullanılabilir (Greiner and Ritchie 1994). Teşhis için işlemin tekrarlanması gerekebilir. Hiç belirti göstermeyen bireylerde de Giardia türleri yaygın şekilde görülmektedir, bu nedenle parazitli hayvanla temas halindeki diğer kuşların da tedavi edilmesi gerekir. Giardia zoonozdur ve tedavisinde 3-5 gün boyunca 12 saatte bir 50mg/kg dimetronidazol kullanılır. Doymuş tuz veya şeker çözeltisiyle yüzdürme yapıldığında gaitada askarit yumurtaları kolaylıkla görülebilir. Yumurtaların türe özgü mikrostrüktürü cinsin ayırt edilmesine imkân tanır. Çevresel Koşullar Sigara dumanı, oda spreyi ve diğer sprey deodorantlar, inşaat tozu ve kuru hava (özellikle kaloriferli evlerde) kuşlarda kaşıntıya ve tüy kalitesini düşürerek yolma esnasında tüylerin kolayca kırılmasına neden olur. Psittasin türlerinin birçoğu ekvatoral bölgelerde yağmur ormanlarında ortaya çıkmıştır; her gün su püskürtmek ve haftada bir banyo yapmalarını sağlamak faydalıdır. Kaşınan kuşların her gün banyo yapması yararlıdır. Sonbahar aylarında kaloriferlerin çalıştırılmasıyla birlikte tüy yolma davranışı başlayabilir. Sürekli kuru bir ortamda yaşayan kuşlarda tüyler yıpranarak kötü bir görüntü ortaya çıkarır ve en sonunda mevsimsiz dökülmeye başlar. Tüy değiştirme zamanında yetersiz beslenme de tüyleri zayıflatır. Papağanlar, zayıf ve zarar görmüş (bilhassa kesilmiş) olan tüyleri yolma eğilimi gösterirler. Az ışık, banyo yapamama ve yetersiz uyku da tüy yolma davranışına yol açar. Aşırı miktarda gün ışığına (günde 12 saatten fazla) maruz kalan kuşlar yorgun ve sinirli olur. En iyisi gece kafesin üstünü örtüp, sabah uyandığınızda örtüyü kaldırmanız; böylece kuşunuz da siz de uykunuzu almış ve dinlenmiş olursunuz. Kuşun kafesi direkt güneş ışığına maruz bırakılmamalıdır. Aile içi huzursuzluğun olduğu evlerde yaşayan kuşlarda da tüy yolma davranışı görülmektedir. Metabolik/Sistemik Hastalıklar

Çok az sayıda vakada hipotiroidizme rastlanmıştır (Oglesbee 1992, Romagnano ve Heard 2000). Tiroksin, tüy dökümünün başlamasında önemli bir rol oynar. Normal T4 değerleri, Amazon papağanlarında 1.3- 14.16 nmol/L arasında değişirken, muhabbet kuşlarında 2.57-55.3 nmol/L aralığındadır. Bu vakalarda kaşıntısız tüy dökülmesi, deride kalınlaşma, tüy değişiminin durması ve obezite görülür. Hipotiroidizm nadir bir sağlık sorunudur, siyah tüy uçları, tüy anomalileri ve tüylerde saçak saçak mat bir görüntüyle kendini gösterir (Oglesbee 1992). Total bazal tiroid seviyeleri kuşlarda farklılık gösterdiğinden, hipotiroidizm teşhisi, 0,25 ila 1 iu. tiroid uyarıcı hormon (TSH) verildikten altı saat sonra serum tiroksin seviyesi yükselmezse koyulabilir. Bu testin yapılabilmesi için, kanı incelenecek kuşun türüne özgü normal tiroid değerleri bilinmeli ve modifiye laboratuvar teknikleri kullanılmalıdır. Yakın zamanda Amazon papağanları üzerinde yapılan bir çalışma (Orosz v.d. 1997), tirotropin salgılatıcı faktör (TRF) stimülasyonunun, hipotalamik-pituiter-tiroid aksının belirlenmesinde kullanılabileceğini göstermiştir. Bir diğer alternatif de tiroksin seviyesinin radyoimmün test ile ölçülmesidir (Greenacre v.d. 2001); diğer dinamik test yöntemleri araştırılmaktadır. Karaciğer hastalığının her formu deride kaşıntıya dolayısıyla tüy yolmaya yol açabilir. Chlamydophilosis (psittacosis), psittasin karaciğer hastalığının en yaygın nedeni olmakla birlikte kan zehirlenmesine ve hava kesesi yangısına (air sacculitis) da neden olur ve bunların herhangi biri tüy yolmaya yol açabilir. Ağır metal (kurşun, çinko, bakır veya demir) zehirlenmesi durumunda somnolans (laterji/uyuklama), kabartılmış tüyler, tüy renginde değişim, depresyon, ataksi, kahverengi hemorojik ürat ve sinirsel bulgular görülebilir. Yeni kafes, oyuncaklar veya kafesin dışında gözetimsiz vakit geçirme söz konusuysa test yapılmalıdır. Kandaki yüksek kurşun ve çinko konsantrasyonu tanısaldır. Kan alma şişelerindeki lastik tıpalar, enjektörlerdeki lastik pistonlar hatalı çinko elevasyonuna (serum çinko seviyesinde yüksekliğine/çinko derişimine/yüksek çinko konstrasyonuna) yol açabilirken, hemoliz de hatalı pozitif sonuçlara neden olabilir. Fakat kandaki çinko seviyesi her zaman güvenilir olmamaktadır, öyle ki klinik olarak hasta bir kuşta çinko zehirlenmesi meydana geldiği durumlarda bile plazma çinko seviyelerinde yükselme olmayabilir (Fudge ve Speer, 2001). Klinik belirtilerin yanında gastrointestinal kanaldaki ağır metal partiküllerinin radyografik görüntülemesi yüksek olasılık gösterir. Toksik olmayan ve ferruz (demirli) partiküller bu şekilde tespit edilebilir. Radyografide ağır metal partiküllerinin olmaması zehirlenmeyi ihtimal dışı bırakmaz çünkü partiküller hızlıca küçülebilir; hatta zehirlenme sıklıkla “kronik” olarak düşük seviyelerde toksik malzemeye maruz kalmayla gerçekleşir, bu da genelde ağız yoluyla partiküler metal alımından kaynaklanmaz. Metal bağırsağa geçmediği sürece zehirlenmeye yol açmaz. İlaçla sağaltımda antibiyotik ile birlikte sıvı tedavisi ve şelasyon tedavisi, örneğin 5 gün boyunca 12 saatte bir 50-100 mg/kg IM kalsiyum disodyum versenat (EDTA) uygulanır. Durumu kritik olan hastalarda destekleyici bakım, sıcaklık ve sıvı gereklidir. 8-12 saatte bir 0.5-1,5 mg/kg cisapride (sisaprid) gibi prokinetik ajan kullanımı ve gastrointestinal yumuşatıcı ajanlar (örn. psilyum veya fıstık ezmesi) faydalı olabilir. Onikiparmak bağırsağına girme ihtimali olmayan büyük boyutlu yabancı metal parçaların endoskopi, cerrahi veya gavajla uzaklaştırılması gerekebilir. Kaynağın tespit edilerek kuşun yaşam alanından uzaklaştırılmasıyla kontrol sağlanmış olur. Yüzeydeki çinkoyu temizlemek için yeni alınan kafesteki galvanizli teller %5’lik asetik asit solüsyonuyla ovalanabilir, kafesler toz boyayla kaplanabilir. Elektrolitli galvaniz kaplama metal sıcak daldırmaya tercih edilmelidir çünkü sıcak daldırmada metal parçacıklı damlalar kalabilir ve kopması halinde kuş bu parçaları yiyebilir. Chlamydophilosis (Psitticosis) Zayıf tüyler, aşırı zayıflama, letarji, tüylerde kabarık görüntü, konjunktivit, nefes darlığı, nefeste hırıltı, sinüzit, MSS bulguları, sarı-yeşil dışkı ve “ani” ölüm gibi çok sayıda klinik belirtiye neden olabilir veya herhangi bir klinik belirti göstermez. Chlamydophilosis, psittasin kuşlarda hepatitin en yaygın nedenidir. Chlamydophila enfeksiyonlarının derideki etkileri genelde karaciğer patolojisiyle ilişkilidir. Dermatolojik belirtiler genel kaşıntı ve karın tüylerinin yolunmasıdır. Tüy yolma sorunu olan kuşların birçoğunda hastalığa ilişkin test pozitif çıkar; bu altta yatan esas neden olduğu anlamına gelmese de, tüy yolan tüm kuşların testleri yapılmalı ve çıkan sonuç doğrultusunda tedavi uygulanmalıdır. Chlamydophilosis teşhisinde kullanılan üç test bulunmaktadır fakat her birinin önemli kısıtlamaları mevcuttur. Bunlar, ELISAChlamydophila spp. antijen testi, ELISA Chlamydophila spp. antikor testi ve PCR Chlamydophila antijen testidir. Dışkı, konjunktiva veya kloakal veya farinjiyal sürüntü örneğinden yapılan ELISA Chlamydophila spp. antijen testinin, organizmanın aralıklı olarak dökülmesinin (sıklığı günde 10’a kadar azalabilir) sonucu olarak çok hızlı şekilde ilerleyen klinik vakalar dışında değeri sınırlıdır. Dahası ELISA antijen testi, yetersiz antijen miktarı sebebiyle hatalı negatif veya bağırsak komensallarıyla çapraz antijen tepkimeleri sonucu hatalı pozitif sonuç verebilir. Ayrıca herhangi bir klinik vaka tedavinin başlangıcından itibaren 48 saat içinde fekal antijen negatif olabilir. Fekal PCR antijen testi ise aralıklı fekal dökülmeden dolayı hatalı negatif sonuç vermeye yatkındır. Fakat klinik olarak etkilenmiş bireylerde (yani muhtemelen organizmayı dökenlerde) bu test mevcut en hassas ve spesifik testtir. ELISA testlerine kıyasla sonucun geç çıkması (genelde 7-10 gün arası) sebebiyle bu test belli klinik durumlarda pek cazip görülmez. Dışkının günler boyunca toplanabileceği durumlarda hatalı negatif sonuç alma ihtimali düşeceği için faydalıdır. Antijen testleri yapılacağı zaman, eküvyon çubuğu (swap) nemlendirilerek ve birbirini izleyen üç gün boyunca örnek alınırken aynı eküvyon çubuğu kullanılarak sürüntü işleminin duyarlılığı artırılabilir. Alınan örnek kullanımlar arasında kapalı plastik torbada tutularak buzdolabında (+4) muhafaza edilebilir. Pozitif ELISA antikor titresi geçmişte, yakın zamanda veya o anda bir enfeksiyon olduğuna işaret eder. Kuşlar, enfeksiyonun ilk iki haftasında IgG üretimindeki gecikmeden dolayı sero negatif olabilir. Titre yüksekse ve yakın zamanda tedavi uygulanmamışsa, kuşun hâlâ enfekte olma ihtimalinden dolayı tedavi uygulanması düşünülmelidir. Antikor titrelerinin efektif tedaviyi izleyen her 3-4 ayda yarıya inmesi beklenir (Phalen 2001). Düşen titre seviyesi muhtemelen etkili olan tedavinin endikasyonu olarak kullanılabilir. Hastalığın hayvanlardan insana bulaşma ihtimalinden dolayı, hekimlerin testin sınırlarını bilmesi ve hasta sahiplerine bunu izah etmesi gerekmektedir. Böyle durumlarda hasta sahiplerine bilgilendirici kitapçıklar vermek faydalı olacağı gibi, herhangi bir yasal işlem ihtimaline karşın yasal yükümlülüğün yerine getirilmesini sağlar. İnsanlarda Chlamydophila spp. enfeksiyonu ateş, baş ağrısı, kas ağrısı ve solunum güçlüğüyle karakterize “Psittacosis” hastalığına neden olabilmektedir. Hastalık sonucu ölüm vakaları kayıtlara geçmiştir. Yazarların 500 pozitif psittasin vakasını incelediği bir araştırmada, hasta sahiplerinin %2’sine hastalık teşhisi konmuştur. Tercih edilen tedavi, parenteral doksisiklin uygulamasıdır. Tedavide sadece seçili preparatlar kullanılmalıdır, diğerleri önemli doku nekrozlarına neden olabilir. Tedavi rejimi altı hafta boyunca haftada bir kez yapılan enjeksiyondan oluşur. Kurak bölgelerde evrimleşen türlere uygulanan ilaçlar su kuşlarında güvenilir değildir. Doğrudan oral yoldan uygulanan ilaçlar özofagus yangısına sebep olabilir veya hasta ilacı kusarak geri çıkarabilir. İlaç bu yollardan herhangi biriyle uygulandığı zaman tedavi, tedavi edilen türe bağlı olarak, 50-100mg/kg verilerek 42 güne yayılmalıdır (Flammer 2000). Follikülit Follikülitin klinik belirtileri, her zaman aynı olmasa da, ciltte kızarıklık, kabartı, nekroz ve eksüda(eksüdatif lezyon) oluşumudur. Neden ve sonucun ne olduğu ayrımının yapılması zor olabilir. Nadiren tüy yolmaya sebep olur fakat tüy folliküllerinin muayene edilerek herhangi bir kabartı, dökülme ve eksüda(tif) belirtisi olup olmadığına bakılmalıdır. Aeromonas sp, seudomonas sp,Staphyloccus sp., Streptococcus sp., ve nadiren Mycobateria spp. follikülite neden olabilir. Herhangi bir klinik belirtinin olmadığı durumlarda da enfeksiyon söz konusu olabilir. Mantar Fungal dermatit veya follikülit nadirdir fakat klinik belirtiler endikatif (spesifik/patogonomik) değildir. Nedenleri, Candida spp (en çok tavukgillerde vent bölgesinde ve bazı evcil kuşlarda baş çevresinde görülür), Aspergillus spp (en çok güvercinlerde tüy veya deri lezyonları olarak görülür fakat tanı koyulamayabilir), dermotifitler (özellikle baş, boyun ve göğüs bölgesinde düzensiz tüy döküntüsüne neden olur) veya Rhizopus spp (sıklıkla tüylerde renk değişimi şeklinde görülür) olarak sıralanabilir. Etkilenen bölgenin çevresinde beyaz kabuklanma olan kandidiyazda genelde folliküler tutulum mevcuttur. Polifollikülit (Tek Follikülde Çoklu Tüy Oluşumu) Muhabbet kuşları ve sevda papağanlarına özgü kendine zarar verme davranışının yaygın bir nedenidir. Hastalıklı folliküllerin cerrahi işlemle alınması etkili olsa da tekrarlanması ve diğer follikülerde de aynı hastalığın oluşması muhtemeldir. Viral Psittasin Gaga ve Tüy Hastalığı (PBFD), circovirusün neden olduğu, simetrik tüy kaybı ve distrofisi ile gaga deformitesinin görüldüğü bir hastalıktır (Perry 1981, Ritchie 1995). Tüm psittasin kuşlar hastalığa yatkın kabul edilmelidir. Yavrularda gelişen perakut enfeksiyon herhangi bir dermatolojik belirti vermeden ölümle sonuçlanabilir. Yavru ve genç kuşlarda gerçekleşen akut enfeksiyonda ise tüylerde kırılma, kıvrılma, bükülme, kanama, nekroz ve dökülme görülür. Bu durumlarda, deri altı kanama (subkutan hemoraji) yaygın bir sonuçtur. İki hafta içinde gastrointestinal staz, ishal, depresyon gibi sistemik belirtiler ortaya çıkabilir. Kronik enfeksiyonda ise kuşlarda ilerleyen simetrik tüy kaybı ve distrofisi görülür. İlk önce uylukların altında bulunan pudra tüyleri (pulviplume) etkilenir ve kısalır, yapışır ve dökülmeyen tüy kılıfları nedeniyle deforme olur. Pulpada kırılma ve hemoraji de görülmektedir. Sonrasında gerçekleşen güç kaybı tüylerde kirli bir görüntüye ve kakadu ve Jako papağanlarında (Afrika gri papağanları) gagada ve bazen ayaklarda (normal tozlu gri renklerine kıyasla) siyah parlak bir görüntüye yol açar. Bunu izleyen tüy dökülmelerinde etkilenen tüy bölgeleri sırasıyla pennaceous tüyler (örtü tüyleri), primer tüyler, sekonder tüyler, kuyruk tüyleri ve krest tüyleridir. Tek tek tüylerde kırmızı ve yeşilden gri ve sarıya doğru renk değişimi görülebilir. Gagada dikey veya yatay yönde çatlaklar, uzama, güç kaybı, acı, damak lezyonları ve ağız ülserlerine neden olan sürekli değişiklikler gerçekleşir. Teşhis tam kan ve tüy pulpasından yapılan DNA PCR testi ile koyulur. Testler hatalı negatif sonuç verebilir, şüpheli durumlarda biyopsi yapılabilir ve in-situ DNA prob analizinde taze tüy pulpası kullanılabilir. Pozitif sonuç veren kuşlar tedavi süresince gizli enfeksiyonlar ve geçici viremi oluşabileceği için 90 gün içinde tekrar test edilmelidir. Tüylerde anomali göstermeyen ve test sonucu pozitif olan kuşların büyük çoğunluğunun ikinci test sonuçları negatif çıkar (Dahlausen 1993). İkinci test sonucu pozitif olan kuşlar gizli enfeksiyon geçiriyor kabul edilmelidir ve sonraki günlerde klinik belirtiler göstermeleri muhtemeldir. Bu hastalığın spesifik bir tedavisi bulunmamaktadır. Kronik olarak enfekte olan kuşların bazılarında minimal gaga lezyonları gelişebilir ve bu kuşlar uzun yıllar boyunca ilerleyen tüy kaybıyla yaşayabilirler. Ağrının eşlik ettiği ciddi gaga lezyonlarının olduğu durumlarda hayvanın refahı düşünülerek ötenazi önerilir. Enfekte kuşlar, bağışıklığı hassas kuşlar için enfeksiyon kaynağıdır. Avian Polyoma Virüsü (APV) enfeksiyonu yavru kuşlarda görülen subkutanöz hemoraji ve ödemle ilişkilendirilen genellikle akut fulminat (prognozu hızla kötüye giden) bir hastalıktır. Ancak hastalığın kronik formu PBFD enfeksiyonuna benzer tüy distrofisiyle ilişkilendirilir. Şaft hemorajisi ve kırıkları olan distrofik tüylerden PCR virüs testi veya anti-polyom antikoru serolojik titreleri için pulpa ve kan örneği alınmalıdır. Kloakal sürütüntüde ve dışkıda APV tespiti için PCR testi de kullanılabilir. Bu testlerin her ikisinin de ciddi kısıtlamaları vardır. Anti-APV antikor titresi virüse daha önceden maruz kalındığını veya virüsle enfekte olunduğunu gösterir. Titrenin olmaması kuşun virüse maruz kalmadığı, daha önceki enfeksiyona bağlı antikor seviyesinin tespit edilemediği ya da kuşun enfekte olduğu ve virüsü döktüğü anlamına gelebilir. Dolayısıyla titre ve virüsün dökülmesi arasında bir korelasyon yoktur. APV ile enfekte papağanların çoğunluğunda antikor titresi enfeksiyondan sonra on yıl veya daha fazla süreyle tespit edilebilir (Phalen v.d. 2000). Doğuştan APV ile enfekte oldukları zaman enfeksiyondan altı ay sonra sero-negatif çıkan sultan papağanları bu duruma istisna teşkil eder (Phalen v.d. 1997). Örnek alımı sırasındaki ortamla ilişkili kontaminasyon nedeniyle APV PCR tesleri hatalı pozitif sonuç verir. Virüsü döken hayvanlarda aralıklı olarak hatalı negatif sonuç alınabilir. Muhabbet kuşları hariç psittasin türlerinde virüsün dökülmesi enfeksiyondan sonra birkaç gün veya birkaç hafta sürebilir. Fakat, 4-6 ay arayla iki kez test edilen APV ile enfekte yetişkin papağanların %26’sının iki durumda da virüsü döktüğü kaydedilmiştir. Bu nedenle, enfekte kuşun tespiti için uzun süreyle birden çok örnek alınması gerekmektedir. Genetik Feather duster ve straw feather (samansı tüy) muhabbet kuşlarını etkileyen iki genetik anomalidir. Feather duster anomalisinde tüyler anormal şekilde uzayarak tüylü toz alıcılara benzer bir görüntüye neden olurken, straw featherda tüylerin görüntüsü samana benzer. Tüy kistleri belli başlı kanarya türlerinde yaygındır. Sebebi genetik yatkınlık olarak kabul edilir. Diğer birçok psittasin türünde de tüy kistleri görülür. Kötü Beslenme Evcil kuşlarda hastalıkta tek başına en çok payı olan faktör kötü beslenmedir. Sebepleri yetersiz beslenme, sindirimle ilgili bir anomali, filtresiz doğal ışığa erişimin olmaması ya da rutin diyetteki bir şeylere karşı alerji olabilir. Beslenme yetersizliği ayçekirdeği ya da fıstık bazlı beslenen kuşlarda A vitamini eksikliğinden kaynaklanan hipovitaminoz sebebiyle sıklıkla görülmektedir. Klinik olarak deri kuru ve pul puldur ve yaralar geç iyileşir. Koanal atrezi, skuamöz metaplazi nedeniyle dilaltı tükürük bezinde apse oluşumu çok daha az görülen yaygın bir bulgudur. Bu kuşlar A vitamini takviyesi almalı ve diyetleri iyileştirilmelidir. Yedikleri tohumların üzerine serpilen toz vitaminler tamamen etkisizdir. Süt mısır, kayısı ve diğer koyu renkli sebzeler A vitamini açısından zengindir (Scott 1996). Vitamin yumuşak besinlerle, kızarmış ekmek, bal gibi ödüllerle karıştırılarak veya -daha az tercih edilmekle birlikte- suda çözündürülerek verilmelidir. Diyet seçenekleri ıslak/kıyılmış tohum filizi/sebze/pirinç karışımı veya kaliteli pelet yemdir. Neoplazi Tüy yolma kanserli deri bölgesi üzerinde meydana gelebilir veya tekrar eden tüy yolma sebepli travma (en çok kronik ülseratif dermatitle ilişkilendirilen) bu tür lezyonlara yol açabilir. Çeşitli türlerde, tedavi rejimi tavsiyeleriyle beraber, çok sayıda kutanöz neoplazi kaydedilmiştir (Forbes v.d. 2001, Wilson v.d. 2000). Tanı için biyopsi ve histopatolojik inceleme gerekmektedir. Tanımlanan pek çok tümör tipinden bazıları şunlardır: fibrosarkom, lenfoma, adenokarsinom (üropigial bezi etkiler), papillom, skuamöz karsinom, miksofibrom, fibrom, histiositik sarkom, leyemiyom, epidermoid karsinom, hemanjiyom ve mast hücresi tümörleri. Papillom sıklıkla kloakı, koanayı (yaygın olarak Amazon ve macaw papağanlarında) veya ayakları (kakadu papağanlarında) etkiler ve bazen herpes virüsünden kaynaklanır –sistemik ve topikal asiklovir tedavisine yanıt verebilir. Kloak ve koanayı etkileyenler ilerleyerek ölümcül safra kanalı karsinomuna neden olur (Taylor ve Smith 2001). Sert tümörlerde karboplatinle kemoterapi rejimleri kaydedilmiştir. (Filippich 2000). Karboplatin, günlük bolslar halinde 5 mg/kg dozunda verilir. Tedaviler dâhil kuş onkolojisi hızla gelişmektedir ve her zaman en güncel tedavi rejimlerine başvurulmalıdır. Tüm medikal nedenler elendikten ve ilaçla tedavi ilerletildikten sonra, davranışsal nedenler göz önünde tutulmalıdır. Psikolojik Nedenler

Evcil papağanlar 4 yaşındaki bir çocuğun zekâ yaşına sahiptirler ve asla büyümezler. Aşağıda sıralanan koşullara 4 yaşındaki bir çocuğun gözlerinden bakmak daha iyi bir kavrayış sağlayacaktır. Kuşun tüylerini ne zaman yolduğu, o esnada ortamda kimin olup olmadığı, günün hangi saatinde, yılın hangi aylarında yolduğu ve tüylerini yolarken nasıl tepkiler verdiği (anamnez başlığına bakınız) belirlenerek pek çok bilgi toplanabilir. İlgi Arayışı Evcil kuşların birçoğu sıkılır, bu durumda tüy yolmak sahiplerinin ilgisini çekmek için muazzam bir yoldur. Sahipleri bu davranış için kuşları azarladıkça aslında davranışı pekiştirirler. Kuş ne kadar azarlanırsa o kadar ilgi çekmiş olur, bu da onu mutlu eder ve daha fazla tüy yolar. Bu kuşlar genelde tüy yolmadan önce ses çıkararak sahiplerinin ilgisini çekmeye çalışırlar. Bu davranışları sergilediği zaman kuşla ilgilenilmemeli veya bir davranış değiştirme yöntemi olan sosyal dışlanma uygulanmalıdır. Bu yöntemde kuş tüylerini yolduğu zaman yanına gidilir, kuşla hiç ilgilenilmeden kafesin üstü örtülür. Kafes başlangıçta 3 dakika örtülü durur, gerekirse süre 15 dakikaya kadar uzatılır. Kuş, kötü davranışından dolayı o vakte kadar aldığı olumlu teşvik yerine olumsuz geri bildirimle karşılaşmalıdır (Wilson 2000). Can Sıkıntısı Rutin yoksunluğu da diyebileceğimiz bu faktör tüy yolma sorununun en yaygın nedenidir. Kuşların doğadaki yaşamlarına kıyasla kafeste veya evde geçirilen bir hayat, sahipler günün büyük kısmını genelde dışarıda geçiriyorsa, bir insan için hücre hapsi neyse odur. Doğada yaşayan normal bir kuş günün %50’sini oradan oraya uçarak ve yemek arayarak geçirir. Günün %30’u sürüdeki diğer kuşlarla oynamakla, %20’siyse tüyleri temizlemekle geçer. Esaret altındaki kuşlarsa yemek için avlanmak zorunda değildir, oynayabilecekleri sürü arkadaşları yoktur dolayısıyla günün daha büyük bir kısmını tüyleriyle ilgilenerek geçirirler ve bu da zamanla kompulsif hâle gelir. Bu sorunun çözülmesi için yaşam ortamının zenginleştirilmesi gerekir. Kuş bir şeylerle meşgul ve aktif olursa bu tür sorunların ortaya çıkması pek muhtemel değildir. Ayrılık Anksiyetesi Yalnız kalan bir kuş canı sıkıldığı için tüylerini yolabilir, fakat bunun sebebi yalnız bırakılmaktan kaynaklanan kaygı ve endişe de olabilir. Bu durum daha ziyade kedi ve köpeklerde görülse de, yüksek zekâ seviyeleri düşünüldüğünde papağanlarda da olması hayli olasıdır. Kuşu meşgul tutmak yardımcı olacaktır, ilaç tedavisi de önemlidir (clomipramine [0.5 – 1.0 mg/kg günde iki kez oral yoldan] veya fluoxetine (prozac) [1-2mg/kg günde iki kez oral yoldan]) fakat davranış değiştirmeye yönelik eğitimlerle birleştirilmediği sürece tek başına faydasızdır. Eğitim, anksiyete tetikleyici faktörleri ortadan kaldırmak ve papağanın yalnız başına geçirdiği kısa vakitlerle başa çıkabileceğine dair özgüvenini yükseltmeye odaklı olmalıdır. Ayrılık anksiyetesi vakaları(nda) yalnız kalır kalmaz tüylerini daha fazla yolmaktadır. İlk kez yalnız kaldıklarında zihinlerini meşgul edecek şeyler vermek yardımcı olur fakat verilen eşyaların ayrılık sinyali olabileceği de göz önünde tutulmalıdır. Kuş ne zaman gideceğinizi veya gidip gitmeyeceğinizi ya da gidip gitmediğinizi bilmemelidir. Ayrılık anksiyetesi üstesinden gelinebilecek bir sorundur fakat kayda değer ölçüde anlayış, sabır ve zaman gerektirir. Stres Etkenleri İnsanların ummayacağı kadar çok sayıda, çeşitli ve farklı etken strese neden olabilir. Bir kuşun korku veya tehdit durumundaki doğal reaksiyonu uçup kaçmaktır, kaçamadığı durumlardaysa enerjisini ‘korku tepkisi’ne yöneltir, bunlar tüy yolma veya kendini yaralama olabilir. Stres veya korku nedenleri belirlenmeli ve ortadan kaldırılmalıdır. Özgüvenin yükselmesi (davranış değiştirme eğitimi) ve kontrol altında uçuş olanağı sunmak fayda sağlar. Haloperidol [0.02 – 0.20 mg/kg günde iki kez oral yoldan], clomipramine ve prozac eğitimin ilk aşamalarında kullanıldığında faydalıdır. Kalabalık Ortam Çok sayıda kuşun bir arada yaşaması, sosyal stres veya çok küçük yaşam alanı tüy yolma sorununa yol açabilir. Kafes içindeki kuşların bölgesel mücadeleye girdiği durumlarda da gerçekleşir. Kafesteki dominant kuş bazen üstünlüğünü kabul ettirmek için diğer kuşların tüylerini yolabilir, bu durum kuşlardan birinin dominant olduğu eşler arasında da gerçekleşebilir. Ortamdaki Değişiklikler Kuşlar değişken bir yaşama alışkın olmalıdır, hatta değişiklik normalse bundan keyif alırlar. Eğer kafesin başka bir odaya alınması, kafesten dışarı çıkmak veya kafesteki yeni oyuncaklar kuşu korkutuyorsa buna eşlik eden diğer anormal davranış biçimleriyle beraber esarete alıştığını gösterir. Değişikliğe alışkın olmayan kuşlar bunu tolere edemezler. Son yapılan bir değişiklik veya sürekli yapılan düzensiz değişiklikler tüy yolmaya yol açabilir. Diğer evcil hayvanlar dâhil eve yeni katılan veya evden ayrılan üyeler tüy yolma sorununu tetikleyebilir. Aile içi agresyon tüy yolma sorununu tetikleyebilir. Aşırı Temizlik Normal temizlik olarak başlayıp (özellikle tüy dökme mevsiminin başlarında) ardından takıntılı bir duruma gelebilir, bilhassa yaşadığı ortam yetersizse. Cinsel Agresyon veya Mahrumluk Agresyon en yaygın şekilde kakadu ve sevda papağanlarında görülmektedir. Bu vakalarda en fazla baş ve gagaya saldırılır fakat kanat, göğüs ve ayaklara da zarar verilebilir. Mahrumluk, bu makalenin yazarına göre, kakadu ve jako papağanlarında karşılaşılan davranış sorunlarının birçoğunda hiç olmazsa kısmen rol oynamaktadır. Anne babası tarafından yetiştirilen kuşlar 5-6 yılda olgunluğa erişirken, elde büyütülenler 6 aylıktan itibaren cinsel olarak aktif hale gelebilirler. Bazı kuşlar aile üyelerine kusabilir veya kloaka bölgelerini gösterebilir. Bu kuşlar kendilerinin insan olduğunu düşünür ve cinsel olarak aktif hale gelmeleriyle birlikte sahiplerinden cinsel yardım bekleyebilirler. Kuşun verdiği bu sinyaller genelde yanlış yorumlanır ve karşılıksız bırakılır. Bu vakalar çok yönlü bir yaklaşım gerektirmektedir. Bu kuşlara her iki haftada üç kez enjekte edilen leuprolit asetat (leupron) hipofiz bezini uyarır ve hipofizin daha fazla seks hormonu üretilmesi için gonadlara gönderdiği mesaj durdurulur. Aynı zamanda kuşun kur yaptığı kişi en az 6 hafta süreyle kuşla arkadaşlık etmemeli, kuşu eline almamalı veya kuşun yanına gitmemelidir. Ayrıca aydınlık zamanlar 6-8 saate düşürülerek kuş kışın yaklaştığına dolayısıyla çiftleşmek için uygun bir zaman olmadığına inandırılmalıdır. Bu tedaviler durumu bir süreliğine sonlandırıyor olsa da, uzun vadeli bir çözüm bulunmalıdır. Davranış değiştirme eğitimi, kuş ve sahibi arasında (‘partner : partner’ ilişkisinden ziyade) ‘ebeveyn : çocuk’ veya ‘lider : takipçi’ ilişkisi kurmaya yönelik olmalıdır. Bu da, sahibin dominant olduğu bir ilişkiyle sağlanabilir. Burada yükseklik avantajı kullanılmalı, ayrıca kuş verilen komutları tartışmasız her zaman yerine getirmeye hazır olmalıdır. Bu başarıldığı takdirde daha fazla cinsel sorun yaşanması olası değildir. Kuşların ayrı kafeslerde yaşaması fakat birbirini görebilmesi de cinsel mahrumiyete yol açarak tüy yolma sorununu tetikleyebilir. Obsesif Kompulsif Bozukluklar Kuş eğer en sevdiği aktivitenin ortasında sırf tüylerini yolmak için duruyorsa ya çok kaşınıyordur ya da obsesif kompulsif bozukluğu vardır. Bu davranış, hayvanat bahçelerinde kötü koşullarda barındırılan bazı hayvanlarda görülen sterotipik davranışa benzer. Davranışı kırmak için genelde ilaç tedavisi önerilir (clomipramine, prozac veya haloperidol) fakat esas uygulama kuşun yaşam alanının önemli oranda iyileştirilmesidir. Daha doğrusu, yaşam tarzında baştan sona değişiklik yapılması şarttır. Bu teşhise ulaşılmadan önce şiddetli kaşıntının diğer nedenleri elenmelidir. Tüy Kesimi Kanat tüylerinin kötü ve orantısız biçimde kesilmesi kuşun, belki de daha zarif bir iş çıkarma amacıyla, tüylerini yolmasına neden olabilir. Primer veya sekonder tüyler kesildikten sonra, kalan tüylerin uzunluğu toplam uzunluğunun %30-%50’si ise, kanatlarını vücudunun arkasında kapattığı zaman, kesik uçlar abdominal duvarı irite edebilir. Kısa, keskin veya düzensiz tüy uçlarına implant yapılması palyatiftir (geçişi çözümdür), tüylerin bütün halde implantı daha iyidir. Uçmayı engellemek için kuşların kanatları kesilmemelidir. Bilateral kesim ise her zaman uygulanmalıdır. Türe bağlı olarak, eğer gerekliyse her iki kanadın uçları (4. primerin ucundan ilk primerin ucunun 1/3’üne gelen noktaya kadar diyagonal bir çizgi üzerinden veya dıştakı 3-4 primeri bırakıp sonraki 4-5 primerin örtü tüyleri hizasından kesilmesiyle) kısaltılabilir. Travma Travmatik yaralanma geçirmiş (yeni veya geçmişte) ya da internal ağrısı olan (ulna ve radiusta riketik deviyasyonlar dâhil) kuşlar ağrı odağı üzerindeki tüyleri yolabilir.

Fiziksel Muayene ve Diyagnostik Numune Alımı

Gaga, çere, ayaklar, kulaklar, üropigial bez, deri ve kloakanın sistemik muayenesi yapılmalıdır. Özellikle vücut kondisyonu, renk ve tüylerin durumu, sağlamlığı, tüy dökme evresi veya son tüy dökümünden itibaren geçen süre (tüm tüyler kontrol edilmeli) incelenmelidir. Tüylerde, o anda veya bir önceki tüy dökümünde yaşadığı hastalıktan, besin yetersizliğinden, travmadan kaynaklı strese işaret eden stres çizgileri (veya stres hatları) olup olmadığı kontrol edilmelidir. Deri (yüz, tüyler arasındaki boş bölgeler [apteria], kasık, kanat altları, bacaklar be ayaklar, kloaka) muayene edilmelidir. Detaylı anamnez ve klinik muayene sonrasında bütün tüy yolma vakaları için hazırlanan minimum veri tabanı, tam biyokimya paneli ve hematoloji profili, lateral ve ventrodorsal yüksek detaylı tüm vücut radyografileri, fekal flotasyon ve direkt taze dışkı smiri, çinko ve kurşun testlerini ve Chlamydophila spp. diyagnostiklerini içermelidir. Anamnezde belirtildiyse şu tanılayıcı testler düşünülmelidir: bakteriyel kültür ve sansitivite tesleri veya mantar kültürü, folliküler biyopsi ve histoloji, polyoma ve circo virüsü (Psittasin gaga ve tüy hastalığı ‘PBFD’) testleri ile tüy pulpası sitolojisi; intra dermal alerji testi, tiroid stimulasyon testleri, impresyon smirleri, ince iğne aspirasyonu, deri kazıntısı ve abdominal endoskopik biyopsi. Kan örneği alımı kuş dermatolojisinde yaygın şekilde kullanılan bir tanı tekniğidir. Kuşun vücut ağırlığının %1’ine kadar örnek alınabilir. Daha az örnek almak için ayak tırnağı kesilebilir ve kan antiokagülan ile doğrudan kan alma tüpüyle alınabilir, fakat (örn. ürik asitle) kontaminasyon ihtimali vardır. Çok küçük hastaları hariç tutarak, bu makalenin yazarının tercih ettiği yöntem daha fazla yeniden üretilebilir sonuca imkân tanıdığı için venöz örnek alımıdır. Daha küçük iğneler ciddi hemolize neden olabileceği için 25 gauge iğne kullanımı önerilmektedir. Farklı yazarlar jugular ponksiyon esnasında genel anestezinin gerekliliğini tartışmaktadır. Masraflar, anesteziye bağlı riskler, örnek alımı sonrası hemoraji, hastanın yaşı ve sağlık durumu, hasta sahibinin istekleri ve flebit riski göz önünde bulundurulmalıdır. Çoğu türde sağ jugular damar ulaşılabilir durumdadır. Yırtıcı kuşlar ve Güvercingillerde basilik damar uygundur ve epey büyüktür. Bu lokasyon kuş karın üzeri yatırıldığında da kullanılabilir fakat yan yatırma esnasında regürjitasyon riski vardır. Tarsusun mediyal yüzeyindeki tarsal ekleme proksimal olan medyal tarsal damar, Tavuksular (Galliformes) ve Kazsılarda (Anseriformes) ulaşılabilir durumdadır. Bu damar sürüngenlerinkine benzer bir deriyle kaplıdır, hematom oluşumu riski düşüktür ve bu bölgede çok fazla tüy bulunmaz. Kan alımı esnasında periferik kan yayması yapılmalıdır. Bu, file hücrelerin (sepet hücreleri) sayısını azaltmayı amaçlayan çeşitli yöntemler kullanılarak yapılabilir. Yaygın olarak tartışılan bir yöntemde, lamelin üzerine bir damla kan damlatılır, diğer lamel üzerine kapatılır ve kan dışarı taşmadan lameller aksi yönde kaydırılır. Bu teknik pratik gerektirmektedir. Lipemik numuneler safra asidi, kalsiyum ve plazma proteinleri ısıya dayanıklı olmayan refraktometrelerle belirlendiğinde hatalı ölçüm verebilir. Aşırı lipemi durumunda AST yükselir. Hemoliz; safra asitleri, LDH ve potasyum değerlerinde hatalı yüksek sonuca yol açar. Numunelerin bakteriyel kontaminasyonu düşük glükoz, CPK ve yüksek kalsiyum değerleriyle sonuçlanabilir. Tüy Pulpasının Sitolojik İncelenmesi Diğer test yöntemleri etiyolojik bir ajan belirleyemediğinde veya ciddi follikülit durumlarında bu yöntem kullanılır. Bu yöntemde bir tane kan tüyü sökülür ve iki steril lam arasında sıkıştırılarak veya steril bistüri yardımıyla pulpası çıkarılır. En az iki preparat faydalı olacaktır. Gram boyaması bakteri ve maya mantarı belirlenmesine imkân tanır, Diff Quick veya Wright boyasıysa iltihaplı hücreleri, inklüzyon cisimciklerini ve maya mantarı belirlemekte kullanılır. Bakterilerin mutlak sayısı ve mevcut iltihaplı hücrelerin tipi folliküler bakteriyel kültür ve sansitivite testinin nerelerde gerekli olduğunu gösterir. Diğer örnekler de (tüy pulpası ve kan) PBFD ve Polyoma virüsü tespiti için toplanır. Tüy sitolojisi mantar hastalığına işaret ediyorsa mantar kültürü yapılmalıdır. Tüy uçlarında yağlı görünümlü siyah renk değişimi, saprofitik dermotofitozu olan esaret altındaki flamingolarda kaydedilmiştir (Robinson 1996). Bu makalenin yazarı Rhizopus enfeksiyonu olan psittasinlerde de bu durumla karşılaşmıştır. Tedavide hijyen artırılır, nem azaltılır ve topikal antifungal solüsyonlar kullanılır. Sonraki tüy değişimi dönemine kadar normal tüy yapısına kavuşulmaz. Hitopatoloji veya impresyon smirlerinde tespit edilen Malassezia enfeksiyonu bazı yazarlar tarafından kaşıntının önemli bir nedeni olarak kabul edilir. Maya mantarı görülebildiği halde, kültürü genelde başarısızdır (Van Sant 1999). Mantar enfeksiyonlarında 3 hafta boyunca 12 saatte bir 20-30 mg/kg ketoconazole kullanımı ya da en az 4 hafta boyunca haftalık olarak miconazole ile veya benzer başka topikal antifungal preparatlar ile topikal yıkama gerekmektedir. Bakteri kültürü ve sansitivite için folliküler örnekler alınırken, çevreleyen deri (tüyler değil) iyot ya da klorheksidin scrub kullanılarak aseptik şartlarda hazırlanmalıdır. Seçilen tüy sökülür ve tüy şaftı (steril şekilde) kalamus ve raşisi ayırmak için bölünür. Daha sonra kalamus kültüre veya sansitivite testine gönderilebilir. Ciddi follikülit durumlarında sekonder enfeksiyonların tanılanması ve tedavi edilmesi gereklidir. Tüy distrofisi vakalarında, PBFD veya Avian Polyoma Virüsü (APV) tanısında yardımcı olması ve tüy kistlerini elemek veya hipotroidizm ihtimalini desteklemek için tüy biyopsisi ve histolojik muayene gereklidir (Schmidt 1993). PBFD ve APV epidermal hücrelerdeki inklüzyon cisimcikleriyle ilişkilendirilir. Tüy kistleri sarı-beyaz keratin içeren kistik yapıdaki elonge folliküllerdir. Norwich ve Yorkshire kanaryalarının bu duruma yatkın olması kalıtsal bir yatkınlığı akla getirir. Tedavi, kistin tamamının cerrahi rezeksiyonudur. Tanı histopatolojiyle konur. İleride yeniden kist oluşması olasıdır. Polifollikülit (tek follikülden çıkan birden fazla tüy) kaynaklı kaşıntı muhabbet kuşları ve sevda papağanlarında kaydedilmiştir (Perry 1991). Bu lezyonların patofizyolojisi bilinmemektedir dolayısıyla polifollikülit kaşıntının sebebi de olabilir, sonucu da. Sevda papağanlarında sağrı, kuyruk ve üst orta boyundaki pterylae bölgeleri etkilenir. Folliküler sitoloji, biyopsi ve bakteriyel izolasyon, kültür ve sansitivite için buralardan örnek alınabilir. Bu vakaların önemli kısmı polyoma pozitiftir (Cornelissen v.d. 2000). Tedavisi cerrahi follikül rezeksiyonudur. Diğer bölgelerde tekrar ortaya çıkması yaygındır. Üropigial bezi enfeksiyonu, neoplazi, kanatta metabolik kemik hastalığına bağlı sekonder artrit internal durumlar, yakın dokulardaki iltihaplanmadan kaynaklı acıya verilen karşılık sonucu bölgesel tüy kaybına ve yaralanmaya yol açabilir. Tanı için detaylı muayene, (iki boyutlu) yüksek çözünürlüklü tüm vücut radyografisi, hematoloji, biyokimya, endoskopi ve biyopsi gerekir.

Hasta Yakınının Yapması Gerekenler: •Eğer papağan evde kimsenin olmadığı zamanlarda tüm gün yalnız kalıyorsa, kuşa yeni yuva bulunmalıdır, •Diyet iyileştirilmelidir, •Mümkünse, kuş salınarak uçurulmalıdır, •Kuşun yaşadığı ortam iyileştirilmelidir (sigara içilmemeli, hava çok kuru olmamalı, kuş direkt güneş ışığından korunmalı, aşırı gün ışığına maruz bırakmamalı vs.). Kuş her gün ılık suyla hafifçe spreylenmeli, kuşa banyo yapabilme imkânı sunulmalıdır; papağanların çoğu banyo yapmayı sever. •Kuş mümkün olduğu kadar çok kafesten dışarı çıkarılmalıdır.

Ortamın İyileştirilmesi Ortalama bir papağanın zekâ yaşının 4 yaşındaki bir çocuğunkiyle aynı olduğu unutulmamalıdır. Eğer 4 yaşındaki bir çocuğu kafese kapatıp tüm gün ihmal etmiyorsanız, aynı şeyi bir papağana da yapmamalısınız. Bu şekilde davranılan her çocuğun psikolojisi bozulur. Kuşun zekâsını harekete geçirmelisiniz; kullandığınız 12 oyuncağınız olsun, dörderli şekilde kullanın ve haftalık olarak değiştirin. Oyuncaklar tırmanma, çiğneme, ayak oyuncakları ve puzzle oyuncaklar şeklinde sınıflandırılabilir. Tırmanma Oyuncakları Plastik zincir, merdiven, salıncak ve kafesin kendisi. Çiğneme Oyuncakları Başta kakadular ve jakolar olmak üzere birçok psittasin çiğnemeyi sever. Kuşa tahta parçaları, kabuklu ağaç dalları (herbisit ve fungisit uygulanmamış toksik olmayan ağaçlar), makarna, ham deri vs. verilmelidir. Boş tuvalet kâğıdı rulolarının içine kâğıt doldurulabilir veya kafes telleri arasına kâğıt sıkıştırılabilir. Kuş bunları parçalamaya özendirilmelidir. Ayak Oyuncakları Kozalaklar, koçanıyla birlikte mısır, ayaklarıyla uğraşması ve kırıp açması için kabuklu yemişler kullanılarak kuş el becerilerini kullanmaya teşvik edilmelidir. Puzzle Oyuncaklar En önemli fakat en nadir kullanılan oyuncaklar bunlardır. İçinde bir görevi tamamladığı takdirde ulaşabileceği yemek olan, papağanlar için tasarlanmış müzik kutuları, puzzle kutuları kullanılabilir. Kuşların doğal ortamı sessiz değildir; cangılda sessizlik genelde tehlike işaretidir. Evde olmadığınız zamanlar radyo veya televizyonu açık bırakılmalıdır. Kuş mümkün olduğu kadar çok kafesten dışarı çıkarılmalı fakat evdeki tehlikeler de göz önünde tutulmalıdır. Özellikle elektrik kablolarını kemirme ve ağır metal (çinko veya kurşun) yeme riski unutulmamalıdır. Tedavisi devam ederken, yakalık veya boyun desteği kullanarak tüylerini yolması engellenmelidir. Kuşun başlangıçta yakalığa alışana kadar hospitalize edilmesi gerekebilir. Yakalık (aynı şekilde ilaç tedavisi) amaca giden araçtır, fakat çözüm değildir. Davranış Değiştirme Eğitimi Doğada yaşayan genç psittasinlerin çoğu uzun süre aileleriyle beraber yaşar. Bu süre zarfında pek çok kötü davranış sorunu ortaya çıkar (örneğin, fobiler, aşırı bölge koruma davranışı, ısırma, çığlık atma ve tüy yolma) ve bu sorunlarla anne baba ilgilenir. Fakat esaret altında üretilen kuşlar bu ebeveyn rehberliğinden mahrumdur, dolayısıyla bu kuşlara alternatif eğitim verilmelidir. Kuşun evdeki sürü içindeki konumunu bilmesi çok önemlidir. Kuş sahibi, zamanla tüm ev halkı, kuş üzerinde üstünlük kurmalıdır. Kuş, yetişkin göğüs hizasında veya göğüs hizasının altında tutulmalıdır. Her gün alışkın olmadığı bir odaya alınmalı ve temel komutlar verilerek eğitilmelidir. T tünek kullanılarak temel “YUKARI,” “AŞAĞI,” “HAYIR,” “TAMAM,” komutları öğretilmelidir. Yukarı ve aşağı komutları kuşun tünekten kolunuza inmesini sonra tekrar tüneğe çıkmasını ifade eder; hayırın anlamı açık; tamam ise sahibin kuşun bir şeyi yapmasına izin verdiğini gösteren komuttur, yani kuş yapacağı şeyi sadece sizin izninizi aldıktan sonra yapabilir. Eğitimin başlamasıyla, kuş sakinleşir ve dengesizliği ve aksiliği azalır. Bu eğitim, kuş artık kendini hiyerarşik bir grubun parçası olarak güvende hissettiği için, tüylerini yolan kuşların günlük stresinin azaltılmasına yardımcı olur. Kuşun hayatını tüm açılardan (örneğin yemek bulmak, egzersiz, eğlence, düşünme vs.) daha heyecanlı hâle getirmeli ve çeşitlendirmelisiniz (Blanchard 1999, Weiss Murad 2001, Martin 2001, Davis 2000, Smith ve Orosz 1998). Tüy Kaybı veya Tüy Yolma Tedavisi Yukarıda önerilen davranış, bakım ve beslenme değişiklikleri haricinde, bazı durumlarda ilaç tedavisi de gerekmektedir. Eğer spesifik bir patojen belirlendiyse, uygun sistemik antibiyotikler veya antifungallar uygulanmalıdır. Dış parazit ihtimalinde fipronil kullanılabilir, yaşam alanı temizlenip permetrin ve pyripoxiphen ile ilaçlanabilir. Mayt varsa sistemik avermektinler, giardia için de metronidazol kullanılmalıdır. Bir çözüm yöntemi olarak değil, daha ziyade eğitim ve diğer tekniklerin bu sorunların çözümü için kullanılmasına fırsat sağlamak üzere psikotrop ilaçlar da uygulanabilir (Welle 1998b, Tully 1997, Lennox 1999).

Kaynakça

https://www.yumpu.com/en/document/view/11280554/clinical-approach-to-feather-plucking-great-western-exotics Blanchard S (1999) Sally Blanchard Companion Parrot Handbook, Abbey Press.Oakland CA. Colombini S, Foil CS, Hosgood G, Tully TN: Intradermal skin testing in Hispaniolan parrots (Amazona ventralis) Veterinary Dermatology (2001) 11:271-276 Cornelissen JMM, Gerlach H, Muller H, Johne R, Kubber-Heiss A (2000) An investigation into the possible role of circo and avian Polyomavirus infections in the aetiology of three distinct skin and feather problems (chronic ulcerative dermatitis, feather loss syndrome and polyfolliculitis) in Rose-Faced Lovebird (Agopornis roseicollis). Proceedings European Association of Avian Vets. AAV. Lake Worth. Florida. 3-4. Dahlausen RD, Radabaugh S (1993). Update on Psittacine Beak and Feather Disease and Avian Polyomavirus Testing. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV. Lake Worth. 1-3 Davis C (2000) Creating a Happy and Problem free avian Companion. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV Lake Worth, Florida. 43-47. Filippich LJ, Bucher AM, Charles BG (2000) The pharmacokinetics of carboplatin in Sulphur crested cockatoos (Cacatua galerita). Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV. Lake Worth. Florida. 281- 284. Flammer K (2000) Preliminary Notes on Treatment of Chlamydiosis with Doxycycline Medicated Water. Proceedings of Association of Avian Vets Annual Conference. AAV. Lake Worth. Florida. 3-5. Foil C, Daigle J, Heatley J, Tully T (2001) Intradermal Skin Testing in Amazon Parrots: Establishing a Protocol. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV. Lake Worth. Florida. 103-105. Forbes NA, Cooper JE, Higgins R (2000) Neoplasms of Birds of Prey. JS Lumeij, M Lierz, D Remple, JE Cooper (eds). In: Raptor Biomedicine III. Zoological Education Network. Lake Worth, Florida. 127-146. Forbes NA (2002). Avian Dermatology. In: Manual of Small Animal Dermatology. AP Foster, …………… (eds). BSAVA. Cheltenham. Glos Fudge AM (1994). Blood Testing Artifacts: Interpretation and Prevention. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine. (3)1:2-4 Fudge AM, Speer B (2001) Selected controversial topics in avian diagnostic testing. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine.10(2): 96-101 Greenacre CB, Young DW, Behrend EN, Wilson GH (2001): Validation of a novel high-sensitivity radio immunoassay procedure for measurement of total thyroxine concentration in psittacine birds and snakes. American Journal of Veterinary Research 62: 1750-1754. Greiner EC and Ritchie BW (1994). Avian Medicine and Surgery. BW Ritchie, GJ Harrison and LR Harrison. Wingers. Lake Worth. Florida. Chapter 36: 1007-1029 Jenkins T (1999). Basics of feather picking: A Veterinary Perspective. PBR Convention. San Francisco. Johnson-Delaney C (1989). The avian immune system and its role in disease. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. Lake Worth Florida. 20-27. Lennox AM (1999) Long-term use of Haloperidol in Two Parrots. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV Lake Worth, Florida. 133-137. Martin S (2001) Understanding Parrot Behaviour, Naturally. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV Lake Worth, Florida. 117-122 Macwhirter PJ, Mueller R (1998). Comparison of Immediate Skin Test Reactions in Clinically Normal and Self-mutilating Psittaciformes. Proceedings Association of Avian Vets, Australian Committee Conference. 1-8 Macwhirter P, Mueller R, Gill J (1999) Ongoing research project: Allergen testing as a part of diagnostic protocol in self-mutilating psittaformes, Proceedings of the Annual Conference of the Association of Avian Veterinarians. 125-128 Macwhirter P, Mueller R (1999). Allergen Testing as a Diagnostic Tool in Self Mutilating Psittiformes. In: Proceedings European Association of Avian Vets. AAV Lake Worth. 101 – 106. Niagro FD. Ritchie BW, Lukert PD (1991) Avian polyomavirus: discordance between neutralising antibody titres and viral shedding in an aviary. Proceedings Association Avian Vets Annual Conference. 22-26 Oglesbee BL (1992) Hypothyroidism in a scarlet macaw. J Am Vet Med Assoc 201:1599-1601. Orosz SE, Oliver JW, Schroeder EC (1997). TRH Stimulation test for the evaluation of thyroid function in Amazon parrots. Proceedings 4th European Association of Avian Vets Conference. London. AAV. Lake Worth Florida. Perry RA (1981). A psittacine combined beak and feather disease syndrome, In: TG Hungerford (ed): Proceedings 55 of courses for veterinarians, Cage and Aviary Birds. Sydney Australia, The Post Graduate Committee in Veterinary Science 55:73, 81-108 Perry R (1991). Pruritic polyfolliculitis and dermatitis in budgerigars (Melopsitticus undulatus) and African lovebirds (Agopornis spp). Proceedings Association of Avian vets Annual Conference. AAV Lake Worth. 31 – 37. Phalen DN (2001). The Use of Serologic Assays in Avian Medicine. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine. 10 (2). 77-89. Phalen DN, Wilson VG, Graham DL (1997). Prevalence of Neutralising Antibody and virus shedding psittacine birds infected with avian polyomavirus. Journal Avian Medicine and Surgery 11: 98-104. Ritchie BW (1995). Papovaviridae. In: BW Ritchie (ed). Avian Viruses:Function and Control. Lake Worth, Florida. Wingers; 127–170 Robinson I (1996). Feathers and Skin. In: BSAVA Manual of Raptors, Pigeons and Waterfowl. . PH Beynon, NA Forbes, N Harcourt-Brown (eds) BSAVA. Cheltenham. 305-310. Romagnano A Heard DJ (2000). Avian Dermatology. In : Manual of Avian Medicine. GH Olsen, SE Orosz (eds). Moseby. St Louis. 95-123. Rosskopf WJ, Woerpol RW (1996). Feather picking and therapy of skin and feather disorders in: Diseases of Cage and Aviary Birds, Williams and Wilkins. 397-405 Schmidt RE (1993). The use of biopsies in the differential diagnosis of feather picking and avian skin disease. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV. Lake Worth. Florida. 113-115. Scott PW (1996) Nutrition In: BSAVA Manual of psittacine birds. PH Beynon, NA Forbes, MPC Lawton (eds). BSAVA. Cheltenham. 17-26. Smith IL, Orosz SE (1998). Effects of Environmental Enrichment in Amazon Parrots. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV Lake Worth, Florida. 115-120. Taylor M, Smith DA (2001). Long term effects of internal papillomatosis in Amazona sp. In: Proceedings European Association of Avian Vets Munich. AAV Lake Worth. Florida. 122-123. Thiede S, Krone O (2001). Polygranulomatosis in a common buzzard (Buteo buteo) due to Escherichia coli (Hjarre’s disease). Vet Rec 149. 25 774-776 Tully TN (1997). Formulary. In: RB Altman, SL Clubb, GM Dorrestein, K Quesenberry (eds). Avian medicine and surgery. WB Saunders. Philadelphia. 671-688. Van Sant F (1999). Impression Cytology: New insights into avian skin flora. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV Lake Worth, Florida. 139-141. Weiss Murad J: Becoming a Birdbrain: How to Solve Common Avian Behaviour Problems. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV. Lake Worth, Florida. 123-129. Welle KR (1998a): Application of Imping Feathers in Psittacine Birds. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV Lake Worth, Florida. 227-229. Welle KR (1998b). A Review of Psychotropic Drug Therapy. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV Lake Worth, Florida. 121-124. Welle KR (1999). Clinical Approach to Feather Plucking. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV Lake Worth, Florida. 119-124. Wilson H, Graham J, Roberts R, Greenacre C, Ritchie B (2000). Integumentary Neoplasms in Psittacine Birds: Treatment Strategies. Proceedings Association of Avian Vets Annual Conference. AAV. Lake Worth. Florida. 211-214 Wilson L (2000). Behaviour Problems in Pet Parrots. In: Manual of Avian Disease. GH Olsen , SE Orosz (eds). Mosby. St Louis. 124-147.